معلومة

ما هي عائلة هذه الحشرة التي اصطادتها ذراتي؟

ما هي عائلة هذه الحشرة التي اصطادتها ذراتي؟



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

أحاول حاليًا معرفة نوع الذباب الذي يطير في منزلي. إذا كانت ذباب الفاكهة أو البعوض الفطري أو أي شيء آخر.

في الوقت الحالي ، اصطاد بلدي Droseraa واحد منهم وأنا أشعر بالأسى ما هو هذا النوع.

إنها ذبابة صغيرة ، مثل ذباب الفاكهة و البعوض الفطري. كما هو موضح في الصورة الثالثة ، يبلغ الطول حوالي 1.5 إلى 2 مم (المسافة بين كل سطر 1 مم).

الموقع ستوكهولم في السويد (في شقتي).

هل يمكنك مساعدتي في التعرف عليه؟


هذا فطر ذو أجنحة داكنة البعوض (عائلة Sciaridae) ؛ يتم التعامل مع الأنواع الأوروبية من الأسرة من قبل Menzel، F.؛ Mohrig، W.، 1999، Revision der paläarktischen Trauermücken (Diptera، Sciaridae) [مراجعة من Palaearctic Black Fungus Gnats (Diptera: Sciaridae)] ، ملحق Studia Dipterologica ، (6): 761 صفحة ؛ تباع النسخ بواسطة Ampyx-Verlag (انظر http://www.ampyx-verlag.de/lilac_cms/de/4852،refz،rd،368،2914،12/index.html). بعض أنواع الأسرة لها أهمية اقتصادية ، ولكن التعرف على الأنواع يتطلب عادة عينات من الذكور والتي يجب على الأقل تركيبها مؤقتًا على شرائح المجهر.


ما هو Sundew؟



Drosera capensis x ملعقة (معقم)



دروسيرا "بحيرة بادجيروب" ، ندية قزم


تشريح الورقة الأساسي لورقة ذبابة الرأس. اللوامس
يتم وضع علامة على شفرة الورقة (الصفيحة) والسويقات. قاعدة
ستكون الورقة أسفل
سويقات والشرط هو
يقع في نهاية
قاعدة أوراق ، ويربط
الورقة إلى الساق).

وصف عام
Sundews هي نباتات لاحمة. وهذا يعني أن نبتة الندى يمكنها احتجاز الحشرات وهضمها للحصول على مغذيات إضافية ، مثل النيتروجين. هذا يسمح لغروب الشمس بالعيش حيث لا تستطيع النباتات الأخرى - في التربة المستنفدة للمغذيات أو مستنقعات الخث. يمكن لبعض نوبات الشمس الحصول على كمية كافية من العناصر الغذائية من التربة ، مما يسمح لها بالبقاء على قيد الحياة لفترات طويلة من الزمن ، حتى لو لم تلتقط أي طعام (أي ناضجة D. capensis). ومع ذلك ، نندوز أخرى (مثل ذبابة الفاكهة) ليست فعالة جدًا في امتصاص العناصر الغذائية من خلال جذورها ، لذلك يجب أن تعتمد بشكل أكبر على اصطياد الفريسة. هذا يعني أنهم إذا لم يصطادوا فريسة بعد الإنبات ، فإنهم سيعيشون لفترة قصيرة فقط.


اعتمادًا على المكان الذي تبحث فيه (أي الكتب القديمة أو ويكيبيديا) ، هناك ما بين 86-196 + أنواع نثرية مميزة. نظرًا لوجود العديد من الأنواع ، فإن الهجينة تحدث بسهولة في الطبيعة ، وقد صنع العديد من مزارعي الندية أنواعًا هجينة فريدة من نوعها.

أوراق الندى مغطاة بـ "مخالب". يحتوي طرف كل مجسات على غدة رحيق ، والتي تنتج كرة من إنزيم هضمي لزج. عندما تهبط الحشرة على الورقة ، تتعثر على الندى. بينما يكافحون للخروج من الندى ، تبدأ المجسات / الأوراق بالالتفاف حول الحشرة (من خلال عملية بيولوجية معقدة تتضمن العديد من إمكانات الفعل). يخنق الندى الحشرة في النهاية ويتوقف عن الحركة. تمتص الإنزيمات الهضمية العناصر الغذائية التي تحتاجها الندية. إذا تم إطعام نبتة الشمس (أو التقاط طعامها) ، فإنها ستنمو بشكل عام أكبر وأسرع من النباتات التي لا تتغذى. انظر أسفل الصفحة لمزيد من المناقشة.

يمكن العثور على Sundews في جميع أنحاء العالم. بسبب قدرتها على التكيف مع العديد من المناطق ، هناك الكثير من التنوع في الجنس دروسيرا. تنقسم Sundews إلى عدة فئات حسب النوع والموقع. فيما يلي بعض الأمثلة: الاستوائية ، ذات الأوراق الشوكية ، المعتدلة ، الدرنية ، الأقزام (صغيرة جدًا) ، السنوية ، جنوب إفريقيا ، أمريكا الجنوبية ، Petiolaris (غروب الشمس الاستوائية الأسترالية) ، وغروب الشمس في كوينزلاند.

مثال محدد للتنوع في الجنس دروسيرا يمكن رؤيتها في المقارنة بين المعتدلة و Petiolaris sundews. تفضل نبتات الندى المعتدلة درجات حرارة أبرد إلى معتدلة ، وتنمو جيدًا في رطوبة منخفضة إلى متوسطة. تزدهر نبتة Petiolaris فقط إذا أعطيت درجات حرارة عالية ورطوبة عالية جدًا. في حين أن معظم غروب الشمس صغيرة جدًا (بعضها أصغر من الدايم) "هناك أيضًا نباتات متسلقة يصل طولها إلى 3 أمتار". هذا يدل على التنوع المذهل لـ دروسيرا جنس. Sundews قادرة على البقاء على قيد الحياة خلال المواسم الجافة الحارة أو المواسم الباردة "بمساعدة البراعم المعمرة أو جذور التخزين أو الدرنات" (Barthlott 97).

حقيقة ممتعة: "تم استخدام أنواع الندية الأوروبية في الطب الشعبي منذ العصور الوسطى ، كعلاج للسعال وأمراض الجهاز التنفسي" (بارثلوت 94).

التصنيف(الاسم العلمي للشمس)
Sundews تنتمي إلى الجنس دروسيرا. الجنس هو تقسيم فرعي من عائلة النباتات آكلة اللحوم ، Droseracae. لذلك ، لتكرار ، دروسيرا جنس ينتمي إلى Droseracae أسرة. بقدر ما أصل الاسم دروسيراوفقًا لنباتات آكلات اللحوم في العالم لجيمس بيتروباولو ، فإن الاسم "دروسيرا مشتق من الكلمات اليونانية "droseros" والتي تعني الندى و "drosos" بمعنى الندى ، في إشارة إلى التشابه بين قطرة الصمغ على الغدة اللامسة للندى "(Pietropaolo 75).

الوصف العلمي / البيولوجي
"عظم دروسيرا الأنواع هي أعشاب معمرة ، وهناك أنواع قليلة منها أعشاب سنوية أو شجيرة قزمة "(بارثلوت 97). دروسيرا تتوافق الورقة مع ورقة الأوراق العادية وتتكون من قاعدة وساق (سويقات) وشفرة (صفيحة). "يربط سويقات القاعدة الورقية بالصفيحة المغطاة بمخالب (بارثلوت 100)". تحتوي Sundews على مصائد لاصقة نشطة ، مع جهاز محاصرة يتكون من الأوراق ومخالبها وغددها اللاطئة. تتكون سيقان اللوامس من طبقة خلوية خارجية (البشرة) ، وبضع طبقات خلوية تقع تحتها ، وسلسلة مركزية من القصيبات التي توصل الماء "(بارثلوت 104). شرط متوسط) على الجانب العلوي يمكن اعتباره نتاجًا لنصوص منصهرة "(Barthlott 99). لم يتم العثور على هذه السمة في أي ندف درني. تعتبر الشروط المتوسطة مهمة لأنواع الندية الوردية لأنها مسؤولة عن السماح للنباتات بتكوين براعم نباتية (معمرة).

"يساعد هذا البرعم أنواع المناخات المعتدلة والباردة على قضاء فصل الشتاء وأنواع المناخات شبه الاستوائية للبقاء على قيد الحياة خلال موسم الأمطار التالي. تقع البقع المتوسطة ، التي تتطور قبل وقت طويل من الورقة ، بالقرب من بعضها البعض ، والمسافة بين تمتلئ بالهواء ، وبسبب احتوائها على هذا الهواء ، غالبًا ما يظهر البرعم باللون الأبيض ويعكس ضوء الشمس جيدًا ، في حين أن الماء يكاد يكون غير قادر على اختراق البرعم "(بارثلوت 99).

يقدم ويليام بارثلوت وصفًا رائعًا لتكوين الصمغ في ندى:

"الصمغ حمضي ويحتوي على عديد السكاريد: على سبيل المثال ، دروسيرا capensis يفرز محلول بنسبة 4 في المائة من عديد السكاريد بقيمة أس هيدروجيني 5. بالإضافة إلى ذلك ، يحتوي الصمغ على الكالسيوم والمغنيسيوم والبوتاسيوم وأيونات الصوديوم. قبل أن يتم الهضم ، لا يحتوي الصمغ على أي بروتينات ”(بارثلوت 106).

يتساءل الكثير من المزارعين لماذا لا تنتج نبتاتهم الندى. إذا نمت في مكان معتم ، فلن يكون النبات قادرًا على إنتاج كمية كافية من السكريات ، مما يقلل من كمية الصمغ والسكريات التي يمكن للنبتة إنتاجها.

الكيتينازات هي إنزيمات هضمية تنتجها نبتة الشمس ، والتي تستخدم لتحطيم الهيكل الخارجي للحشرات (الذي يتكون من الكيتين). عندما وضعت كمية صغيرة من الكيتين المائي النقي (المعزول من قشور السلطعون وخففت في الماء المقطر منزوع الأيونات) برفق على الصمغ مع تجنب تعكير اللوامس وتجعيد الأوراق بشكل كبير ، وتم هضم الكيتين تمامًا في غضون أيام قليلة . الكيتينيز قادرة على شق الروابط بين أجزاء مختلفة من سلاسل الكيتين ، مما يوفر للنبات مصدرًا جيدًا للنيتروجين.

تتمتع Sundews أيضًا بالقدرة على اكتشاف وهضم البروتينات والأحماض الدهنية. يتم تفكيك البروتينات بواسطة البروتياز الذي يتم إنتاجه أيضًا بواسطة الندية. بينما لم أفعل هذا بنفسي ، أعتقد أنه من خلال إضافة الأحماض الأمينية النقية أو البروتين النقي إلى الصمغ (مثل الألبومين ، وهو بروتين شائع جدًا) ، يجب أن تستجيب الورقة. من المحتمل أن هناك ورقة بحثية عن ذلك في مكان ما تفعل شيئًا من هذا القبيل ، لكنني لم أتمكن من العثور على ذلك بعد.

ثم هناك الآلية الفعلية لحركة الورقة / اللامسة. في حين أنه لم يتم تحديدها تمامًا بعد ، فإن الطريقة الأكثر شيوعًا المقبولة لآلية إغلاق فينوس صائدة الذباب تتكون مما يلي:
1. يتم إرسال جهد فعل من شعر الزناد إلى الخلايا الموجودة في قاعدة الورقة.
2. يتسبب جهد الفعل في اندفاع الأيونات إلى أسفل التدرج في الخلايا الموجودة في قاعدة الورقة ، مما يؤدي إلى امتصاص فوري وسريع للمياه بسبب تغيرات ضغط التورم.
هذه العملية تشبه إلى حد بعيد إغلاق وفتح الثغور ، والتي يمكن أن تحدث بسرعات عالية بشكل لا يصدق.

بالنسبة لغروب الشمس ، قد تكون الآلية مشابهة لآلية فينوس flytraps ، ولكن من المحتمل أن تكون أكثر تعقيدًا بعض الشيء ، حيث يمكن أن تنحني الورقة في اتجاهات مختلفة جدًا اعتمادًا على حجم وشكل الطعام ، وكذلك مكان وضعه على الورقة. اقترح بعض الأشخاص في الأصل أن الجزء الخلفي من الورقة قد ينمو بسرعة بالفعل عبر الأكسينات ، ولكن لا يبدو أن هذا هو الحال ، حيث يمكن للورقة أن تعود إلى حجمها وشكلها الأصليين بعد أن تطوي خلال الوجبة و "تسترخي" ظهرها لحالتها "الراحة".

إخلاء المسؤولية: مزيد من المعلومات حول حركة اللامسة / الأوراق عندما يكون لدي وقت لموقع مراجعي وربط الصفحات. في غضون ذلك ، أعتذر عن أي أخطاء ، لأنني أفعل كل هذا بالذاكرة في هذه المرحلة.


D. capensis تنتج أوراق شبيهة بالحزام ، يصل طولها إلى 3.5 سم (1.4 بوصة) (لا تشمل السويقات) وعرض 0.5 سم (0.2 بوصة) ، [4] والتي ، كما هو الحال في جميع غروب الشمس ، مغطاة بمخالب ملونة زاهية تفرز مادة لزجة الصمغ الذي يحبس المفصليات. هو نبات عشبي معمر يشكل وردة يبلغ قطرها من 18 إلى 25 سم ويتميز بتقرحات غدية عديدة ضاربة إلى الحمرة على أوراق مستطيلة بطول 7 سم وعرض 5 مم.

تزهر النباتات في الصيف (ديسمبر ويناير في موطنها الأصلي في جنوب إفريقيا) مع ما يصل إلى 50 زهرة بنفسجية شاحبة ، أكثر من 2 سم من الأزهار الكبيرة التي يصل ارتفاعها إلى 35 سم. يمكن للزهور تلقيح ذاتي عند الإغلاق وإنتاج كميات وفيرة من البذور الصغيرة جدًا على شكل مغزل ، والتي يتم إطلاقها من الكبسولات التي تتشكل عند موت الأزهار. يزدهر النبات في مواقع مشمسة بالكامل على تربة فقيرة بالمغذيات ومشبعة بالمياه وخالية من الجير.

عندما تحاصر الحشرات لأول مرة ، تتدحرج الأوراق طوليًا نحو المركز. هذا يساعد على الهضم عن طريق جلب المزيد من الغدد الهضمية على اتصال مع الفريسة. تُحيط ورقة النبات بالفريسة في غضون ساعة بينما تستمر المجسات في التحرك لمزيد من محاصرة الفريسة. يستغرق الهضم أكثر من 6 ساعات بعد الوقوع الأصلي في شرك الفريسة. يميل النبات إلى الاحتفاظ بالأوراق الميتة في المواسم السابقة ، ويمكن أن يصبح الساق الرئيسي للنبات طويلًا جدًا وخشبيًا مع مرور الوقت.

يلتقط النبات فرائسها عن طريق إغرائها من خلال الإفرازات الهضمية المبهرة التي تنتج على مخالب الأوراق. يعمل الإفراز من ناحية كإشارة بصرية ، حيث يضيء في الشمس ويضيء من خلال طرف المجس الأحمر ، ومن ناحية أخرى ، فهو أيضًا عامل جذب كيميائي يجذب الحشرات.

إذا تم القبض على الضحية في إفراز اللوامس ، فإن جميع المجسات القريبة من الضحية تصطف على هذا ، حتى تلتف الورقة بأكملها حول الحيوان في مرحلة ما. بمساعدة إفرازات الجهاز الهضمي ، تتحلل الحشرة الآن حتى يتبقى درع الكيتين فقط. يتم امتصاص العناصر الغذائية عبر أطراف المجسات الحمراء ، حيث يتم إنتاج الإفراز نفسه. إذا تحلل الضحية بدرجة كافية بحيث لا يتمكن النبات من اكتساب المزيد من العناصر الغذائية ، فإن الورقة واللوامس تعود إلى وضعها الأصلي. [5]

تفرز الندية الميوسين لاصطياد عناصر الفرائس - غالبًا الحشرات والمفصليات. الميوسين هو ما يقرب من 4٪ من عديد السكاريد الحمضي في محلول مائي مع درجة حموضة تقارب 4. يمكن شد الموسين الطازج حتى متر بطول خيط. إفرازات الميوسين دروسيرا كابينسيس له لزوجة عالية - وهذا يشير إلى أن الميوسين يحتوي على تركيبة سائدة من عديد السكاريد الحمضي الذي يتفاعل على نطاق واسع ويكون رطبًا بدرجة عالية. [6]

دروسيرا كابينسيس له شكلين لونيين أحمر وأبيض. عندما تم إدخال ذباب الفاكهة إلى نباتين مختلفين اللون ، لم يكن هناك فرق بين وسائل الذباب التي تم أسرها. يبدو أن ذباب الفاكهة ليس له أي تفضيل على لون النبات. لوحظ زيادة التمثيل الضوئي عند التغذية بذباب الفاكهة. في السابق ، كان يُفترض أن تلوين النبات قد استخدم لجذب عناصر الفرائس جنبًا إلى جنب مع إشارات حاسة الشم. تم دحض هذه الفرضية دروسيرا كابينسيس الأشكال البيضاء والحمراء حيث أن التلوين ناتج عن الأنثوسيانين - أو نقص - ولا يؤثر على تلوين الأشعة فوق البنفسجية للنبات الذي ، إلى جانب الإشارات الشمية ، يجذب عناصر الفرائس. [7]

في أوائل الصيف أو أواخر الربيع ، D. capensis تنتج أزهارًا وردية متعددة وصغيرة وخماسية البتلات في نهاية المشابك والتي يمكن أن يصل ارتفاعها إلى 30 سم (1 قدم). [4] تفتح الأزهار بشكل فردي في الصباح وتغلق بحلول منتصف فترة ما بعد الظهر ، وتستمر يومًا واحدًا فقط مع اليوم التالي الذي يفتح في اليوم التالي ، وبالتالي يمكن أن تكون الزهور السفلية على السكايب مفتوحة أو "تجاوز" القمة لا تزال تتشكل.

في ظل ظروف البستنة ، يجد عشاق النباتات آكلة اللحوم أن هذه البذور تميل إلى أن تجد طريقها إلى أواني النباتات المجاورة حيث تنبت بسهولة ، مما يعطي D. capensis سمعة كحشيش.

دروسيرا كابينسيس لها عدة أشكال أو أصناف ، بما في ذلك الأشكال "النموذجية" و "عريضة الأوراق" و "ضيقة الأوراق" و "الحمراء" والصنف دروسيرا "ألبينو". [8] يُلاحظ الشكل النموذجي للأوراق العريضة والإنتاج التدريجي للساق المخفوق أثناء نموه. الشكل "ذو الأوراق العريضة" مشابه للصنف "النموذجي" ، لكنه ينتج أوراقًا أعرض بنسبة 50٪ على الأقل من الصنف النموذجي. يختلف الشكل ذو الأوراق الضيقة عن الشكل النموذجي من حيث أنه نادرًا ما ينتج سيقانًا طويلة ولها أوراق أرق وأطول وشعر أقل على النبات. دروسيرا كابينسيس يتشابه "ألبينو" أيضًا في الشكل مع الشكل "النموذجي" ، ولكنه يفتقر إلى معظم التصبغ الأحمر للأشكال النموذجية أو الضيقة ، ذات الأشكال الثلاثية الصافية أو الوردية والزهور البيضاء. هناك أيضًا الشكل "الأحمر" الذي يحول الدم إلى اللون الأحمر في ضوء الشمس الكامل ، وهو أيضًا مشابه ماديًا للشكل الضيق الأوراق. هذه الأصناف متوفرة تجارياً. [8]

دروسيرا كابينسيس يمكن تكاثرها بسهولة من خلال مجموعة متنوعة من الطرق بما في ذلك البذور ، وعقل الأوراق ، وعقل الجذور. لا يمكن قتلها بسهولة بسبب درجات الحرارة القصوى لفترة قصيرة ، وهي بشكل عام نبات متسامح للنمو. بالإضافة إلى، D. capensis لا يمر بالسكون مثل بعض ندى. إنه من بين أسهل النباتات آكلة اللحوم التي يمكن الاحتفاظ بها في الداخل. ينمو جيدًا في الهواء الطلق ، على حافة نافذة مشمسة ، طالما يتم الاحتفاظ به في بوصة أو اثنتين من المياه الخالية من المعادن. [8] لا يتطلب تررم على الرغم من أنه يمكن الاستفادة منه.

الركيزة المثالية تتكون من 70٪ من الخث الأشقر و 30٪ من الرمل غير الجيري. تتراوح درجة الحرارة المثالية بين 5 و 15 درجة مئوية في الشتاء وبين 20 و 40 درجة مئوية في الصيف ، لقياس الرطوبة من 40 إلى 80٪. يجب الحفاظ على التربة الرطبة على مدار العام من خلال وجود صحن أسفل الإناء ، ولكن يجب تقليل الري وإزالة الصحن في فصل الشتاء. تسمح الرطوبة المحيطة العالية بالحفاظ على الصمغ. إن التعرض لأشعة الشمس الكاملة يناسبها تمامًا ، على الرغم من أن المكان الأقل مشمسًا قد يكون مناسبًا.

دروسيرا كابينسيس تم إدراجها في اتفاقية نيوزيلندا الوطنية لمكافحة الآفات نظرًا لتصنيفها على أنها من الأنواع الغازية في ذلك البلد ، حيث لا يمكن شراؤها من تجار التجزئة بالمصنع ولا ينبغي تداولها من قبل مؤيدي النباتات آكلة اللحوم. لقد تم زرعها في البرية أو تم إدخالها عن غير قصد من خلال التربة الملوثة بالبذور بزراعة نباتات الإبريق وزنابق الماء. لقد بدأوا الآن في الانتشار من تلقاء أنفسهم ، وربما بمساعدة الطيور المائية. [10]

دروسيرا كابينسيس تم العثور عليها أيضًا في أستراليا. حاليًا ، تم العثور عليه فقط في نيو ساوث ويلز ولكن فهم توزيع الأنواع ضروري لإدارة الأنواع في المستقبل. تم العثور عليها أيضًا في ولاية كاليفورنيا وتم تصنيفها على أنها عشب طبيعي. إلى جانب أستراليا وكاليفورنيا ونيوزيلندا ، دروسيرا كابينسيس تم العثور عليها أيضًا في مستنقعات الخث في أمريكا الجنوبية. [11] تم تصنيفها حاليًا على أنها من الأنواع الغازية.


نباتات اكلي الحشرات

المصائد السلبية

ربما تكون أكثر الأمثلة شيوعًا على الأفخاخ السلبية هي الندى (دروسيرا) ونباتات القاذف (ساراسينيا و دارلينجتونيا في المناخات المعتدلة و الجنيات في المناطق الاستوائية). تلتقط أشجار الندى فريستها عن طريق إنتاج مادة لاصقة من الغدد المطاردة ، أو غراء (قطرة الندى) ، والتي تلتقط الحشرة وتثبتها. عندما تكافح الفريسة ، يتم تغطيتها بالصمغ اللزج ، ونتيجة لذلك ، تختنق. ثم تنحني الغدد المطاردة نحو الفريسة في بعض الأنواع ، وتغلف الورقة بأكملها الفريسة. النوع الثاني من الغدد الموجودة على الورقة يفرز الإنزيمات والأحماض الهاضمة ، مما يؤدي إلى تكسير العناصر الغذائية وامتصاصها لاحقًا. كان داروين مفتونًا بالنجوم حتى ثلثي كتابه نباتات اكلي الحشرات مكرس لهذه المجموعة. ويشير إلى دهشته في "العثور على عدد كبير من الحشرات التي تم التقاطها بواسطة أوراق الندية الشائعة" ، ويتوقع أنه "نظرًا لأن هذا النبات شائع جدًا في بعض المناطق ، فإن عدد الحشرات التي يتم ذبحها سنويًا يجب أن يكون ضخمًا. "

تنوع رائع في موضوع المصيدة السلبية للنباتات آكلة اللحوم تظهره النباتات التي تشكل الجنس روريديولا. هذه النباتات ، التي يعتبرها بعض العمال ليست آكلة اللحوم حقًا ، موطنها جنوب إفريقيا وقد تكون على وشك الانقراض. الأفراد في هذه المجموعة لديهم أوراق مغطاة بمطاردة من الغدد التي تفرز الصمغ ، والتي ، كما هو الحال في غروب الشمس ، تلتقط الحشرات السريعة وتحتجزها. هذا هو المكان الذي ستنتهي فيه قصة آكلة اللحوم ، لولا لاعب آخر ، نوع من حشرة القاتل ، والذي يشكل علاقة متبادلة مع روريديولا. قد تسكن أعداد كبيرة من هذه الحشرات المفترسة روريديولا وقادرون على اجتياز الأوراق دون أن يعلقوا بالغراء. عندما يتم القبض على الحشرات الأخرى بواسطة النبات ، تنتقل الحشرات القاتلة إلى الفريسة المحاصرة ، وتمتص محتوياتها السائلة ، وبعد ذلك بوقت قصير ، تتغوط مادة مغذية تمتصها الورقة وتغذي النبات.

المجموعة الرئيسية الثانية من النباتات التي تحتوي على مصائد سلبية هي نباتات الإبريق. في هذه المجموعة ، يتم تعديل الورقة بشكل مختلف ، غالبًا إلى أنبوب ، وتتطور عند قاعدة الأنبوب بئر يجب أن يملأ بالماء حتى يعمل الإبريق كمصيدة. الأنواع المعتدلة من نباتات الإبريق (دارلينجتونيا في غرب الولايات المتحدة و ساراسينيا في شرق أمريكا الشمالية) (الشكلان 1 و 2) عادة ما تكون أرضية. في هذه النباتات ، تغري الورقة الحشرات الطائرة عن طريق إنتاج الرحيق ، في بعض النباتات المزودة بجاذبات الحشرات المتطايرة (على سبيل المثال ، enol diacetal monoterpene و / أو سلسلة من استرات الميثيل) التي تغطي أحيانًا الزوائد الملونة. تتبع الحشرات الزاحفة مسارات الرحيق الممتدة على طول الجزء الخارجي من الورقة. تؤدي مسارات الرحيق إلى فوهة الأنبوب ، حيث يكون السطح أملسًا وزلقًا ومن خلاله يمكن للحشرة أن تفقد موطئ قدمها بسهولة ، وبالتالي تسقط في البئر المائي. يكاد يكون الهروب من البئر مستحيلًا ، لأن الجدار الداخلي لورقة الأنبوب مبطّن بشعر متجه لأسفل. قد يعتقد المرء أن الحشرات الطائرة يمكن أن تطير إذا بدأت في السقوط. لمواجهة هذا الاحتمال ، فإن نباتات القاذف مثل دارلينجتونيا طورت ورقة مقنعين وشفافة ومختومة من أعلى. عندما تحاول حشرة مغادرة الورقة ، فإنها تطير باتجاه الضوء القادم من خلال الجزء العلوي الشفاف من الغطاء. ومع ذلك ، نظرًا لأن المخرج مغلق ، تصبح الحشرة في النهاية مرهقة لدرجة أنها تسقط في البئر. هناك بعض الاقتراحات بأن نباتات القاذف قد تنتج "عقارًا" للتشويش على الحشرة الطائرة ، وأن السوائل في البئر قد تحتوي على مواد (في ساراسينيا فلافا، قلويد سام ، كونيين ، [السم في الشوكران]) الذي يقترح لتهدئة وصعق الحشرة الساقطة. بالإضافة إلى أن الرحيق يعمل كجاذب ، فإن التطور المحتمل للإشارات فوق البنفسجية ، كما تستخدمه الأزهار لجذب الملقحات ، قد يعمل أيضًا على جذب الحشرات إلى المصيدة. تفرز العديد من نباتات الأباريق المعتدلة إنزيمات تحلل في السائل في البئر ، وبالتالي تهضم الحشرة ، في حين أن نباتات الأبريق الأخرى (على سبيل المثال ، دارلينجتونيا) لا تنتج أيًا من إنزيمات الجهاز الهضمي الخاصة بها ولكنها تعتمد بدلاً من ذلك على البكتيريا لتحلل الحشرة. في أي من النموذجين ، يمكن أن تكون الإنزيمات الهاضمة قوية جدًا ، مع بقاء الأجزاء الصعبة فقط من الحشرات ، مثل الأرجل أو الأصداف ، غير مهضومة.

شكل 1 . منظر معتاد لمصنع إبريق كاليفورنيا (دارلينغتون كاليفورنيكا) تنمو في مستنقع في شمال كاليفورنيا. تنقسم الورقة إلى منطقة غطاء ومنطقة أنبوب. يحدث الهضم في بئر ماء عند قاعدة الأنبوب.

الشكل 2 . مصنع الإبريق الشرقي (ساراسينيا بوربوريا) من ولاية أوهايو. في هذا النوع غطاء غائب.

تنتمي نباتات الإبريق الاستوائية إلى الجنس الجنيات حيث يتطور الإبريق في نهاية سويقة شبيهة بالورقة. نظرًا لتعقيد وتنوع الرماة في الجنيات، غالبًا ما يكون من الصعب ، ومن الصعب تصديق أن ما ينظر إليه المرء بالفعل هو ورقة شجر. مثل أبناء عمومتهم المعتدلين ، الجنيات النيابة. تنتج الرحيق لجذب الفريسة ، التي تصبح ثملة بعد ذلك ، وتفقد موطئ قدمها ، وتسقط في الفخ. الجنيات النيابة. تنتج السيقان المتسلقة بشكل عام ، وبالتالي ترفع الأباريق ، وربما تجعلها في متناول الفريسة المحتملة.

أنواع الجنيات، وعلى الأرجح جميع النباتات آكلة اللحوم ، لا يبدو أنها مصممة لاصطياد نوع معين. يظهر جرد المصائد أن وجباتهم الغذائية تتغير باستمرار ويمكن أن تكون متنوعة تمامًا. على سبيل المثال ، من 10 الجنيات على مدار موسم ، وجد Erber مفصليات الأرجل من 150 نوعًا محددًا ، تنتمي بشكل أساسي إلى أوامر Diptera و Hymenoptera و Collembola و Acarina ، وعائلات Formicidae و Aphididae. تعدادات مماثلة في ساراسينيا الكشف عن ضحايا 115 عائلة تنتمي إلى 14 رتبة من الحشرات ، بما في ذلك عدة أنواع من الرخويات. لا شك أن هذه الاستراتيجية تضمن بعض الفرائس ، على سبيل المثال ، إذا لم يكن نوع معين من الحشرات موجودًا لمدة عام واحد ، أو أصبح منقرضًا ، كما يسمح للنبات بحبس مجموعة متنوعة من الحشرات على مدار موسم طويل جدًا. بالإضافة إلى ذلك ، قد يكون هذا التنوع مهمًا في توفير مجموعة متنوعة من العناصر الغذائية.


مفصليات الأرجل وحالة المغذيات الكبيرة لنبتة الحبر الأحمر (دروسيرا erythrorhiza ليندل.)

وجدت مفصليات الأرجل مرتبطة بالمجموعات الحقلية لنثر الحبر الأحمر الأسترالي الغربيدروسيرا erythrorhiza تم تقييم علاقتها التغذوية بالمصنع في موقع الأدغال في Spearwood Dunes System بالقرب من بيرث. الفريسة الرئيسية دروسيرا كانت أوراق الكوليمبولان، Hypogastrura vernalis ، الذين يعد وجودهم في منطقة بيرث الحضرية رقمًا قياسيًا جديدًا لأستراليا. تم العثور على مفصليات الأرجل الإضافية المرتبطة دروسيرا يشمل المستهلكين الأساسيين والحيوانات المفترسة الانتهازية التي تنقب عن عناصر الفريسة التي تم التقاطها.

النماذج المادية دروسيرا تم وضع الأوراق في الحقل واستخدمت لتقدير معدل التقاط الأوراق المحتمل قبل ذلك مباشرة دروسيرا شيخوخة. تم ربط هذه البيانات بتحليل النيتروجين (N) والفوسفور (P) والبوتاسيوم (K) للتربة.دروسيرا المكونات وفريسة الحشرات لتحديد ذلك H. vernalis كانت التجمعات السكانية في منطقة الدراسة كافية لتزويد 100٪ من تجمع الندى N و P ، ولكن نسبة ضئيلة من حوض K. تجاوزت مصادر التربة لـ K أي مساهمة محتملة للحشرة K.


حبس الملقحات في النباتات آكلة اللحوم ذاتية ، دروسيرا ماكينوي و د. تويواكينسيس (ذبابة)

تستخدم النباتات آكلة اللحوم الحشرات ليس فقط كفريسة ، ولكن أيضًا كملقحات. في حين أنه من المعروف أن النباتات آكلة اللحوم تتجنب محاصرة الملقحات ، فإن النباتات الآكلة للحوم الذاتية قد تلتقط الملقحات كفريسة. هنا ، نقدم دليلًا على وجود نوعين من النباتات آكلة اللحوم ذاتيًا مع فصل قصير للزهور ، دروسيرا ماكينوي (زهور بيضاء اللون) و د. تويواكينسيس (زهور وردية اللون) ، التقطت بعض أنواع الملقحات الرئيسية التي تنتمي إلى Diptera و Hymenoptera: أربعة من أصل خمسة أنواع في د. ماكينوي وواحد من أصل ستة أنواع في د. تويواكينسيس. اختبرنا أيضًا وظيفة الأزهار في جذب الحشرات الملقحة أو الفرائس عن طريق الإزالة التجريبية دروسيرا زهور. لم تؤثر إزالة الأزهار بشكل كبير على عدد الحشرات المحاصرة. من ناحية أخرى ، فإن إزالة أزهار النباتات المجاورة المزهرة ، Eriocaulon decemflorum ل د. ماكينوي و Lysimachia fortunei ل د. تويواكينسيس، انخفض بشكل كبير عدد الحشرات المحاصرة. تشير هذه النتيجة إلى وجود علاقة استغلالية بين دروسيرا النيابة. والأنواع المزهرة المشتركة.


جوانب من علم البيئة Drosera rotundifolia بتكلفة البحر الأبيض

النباتات آكلة اللحوم الموجودة في الموائل قليلة التغذية تلتقط المفصليات للحصول على النيتروجين والمواد المعدنية الأخرى (Brewer، 1998 Chandler & amp Anderson، 1976a Krafft & amp Handel، 1991 Masing، 1959 Redbo-Torstensson، 1994). يمكن أن تؤثر محتويات المواد المعدنية المختلفة في التربة بشكل كبير على خصائص النباتات (Chandler & amp Anderson، 1976a De Ridder & amp Dhondt، 1992 Redbo-Torstensson، 1994). لقد أثبت مؤلفون مختلفون وفرة من النباتات آكلة اللحوم في الموائل الرطبة (Kats، 1941 Dixon & amp Pate، 1978 Aldenius et al.، 1983 Brewer، 1998).

تم توضيح العلاقة الإيجابية بين عدد الحشرات التي تم صيدها ، وحجم النبات ، وإمكانية ازدهاره دروسيرا الأنواع بواسطة Kraft & amp Handel (1991) و Redbo-Torstensson (1994). أبلغ العديد من المؤلفين عن اعتماد إمكانية الإزهار ، وشدة النمو الخضري ، ونجاح اصطياد الحشرات على العوامل البيئية (Dixon & amp Pate ، 1978 De Ridder & amp Dhondt ، 1992 Redbo-Torstensson ، 1994). هذا مخالف لرأي بروير (1998).

العديد من المنشورات حول دروسيرا الأنواع مرتبطة بدراسة تأثير أكل الحشرات على Drosera rotundifolia علم التشكل (Krafft & amp Handel ، 1991 Balandin & amp Balandina ، 1993 Redbo-Torstensson ، 1994) ، وكذلك مع الجوانب الفسيولوجية والكيميائية الحيوية للحيوانات آكلة اللحوم دروسيرا الأنواع في المختبر (Kellermann & amp Raumer، 1878 Darwin، 1875 Busgen، 1883 Poretskij، 1914 Chandler & amp Anderson، 1976a Chandler & amp Anderson، 1976b Pate & amp Dixon، 1978 Dixon et al.، 1980 Thum، 1986). مناقشة حول بعض الجوانب الأوسع من D. rotundifolia تم العثور على البيئة أيضًا في Thum (1986).

ومع ذلك ، فإن التجارب في المختبر الموصوفة في غالبية الأوراق المذكورة ، لا تأخذ في الاعتبار العديد من العوامل (على سبيل المثال الرياح والأمطار الغزيرة وارتفاع درجة الحرارة) التي لها تأثير أساسي على الوظائف الحيوية للنباتات آكلة اللحوم (تشاندلر ، أندرسون ، 1976 أ. هانسلين وكارلسون ، 1996).

يدرس هذا المشروع البحثي الميداني بيئة Drosera rotundifolia ، مع التركيز على دراسة تأثير البيئة على الخصائص الفيزيولوجية الشكلية للنبات.

المواد والأساليب

في شهري يوليو وأغسطس 2000 و 2001 تم فحص النباتات المكونة من 51 جزيرة من أرخبيل كيريتسكي وخليج كيف (البحر الأبيض) خلال رحلات مدرسة موسكو الجنوبية الغربية الثانوية. Drosera rotundifolia في 31.4٪ من الجزر التي تم فحصها. هذا يعني أن D. rotundifolia هو نوع نموذجي لمنطقة الدراسة ، ولكن توزيعه ربما يكون مقيدًا بعوامل بيئية مختلفة.

التحقيق في الخصائص المورفوفيسيولوجية ل D. rotundifolia في بيئات بيئية مختلفة في الجزء الشمالي من ساحل كاريليا للبحر الأبيض خلال الفترة من 23 يوليو إلى 11 أغسطس 2001 (الشكل 1). تم وضع هذه المواقع بطريقة عشوائية على سكان D. rotundifolia. سبعة من هذه المواقع كانت تقع على الجزر في خليج كيف وفي أرخبيل كيريتسكي ، والبقية تقع على ضفاف البحيرة القارية. بلغت مساحة جميع المساحات 0.04 متر مربع ، باستثناء واحدة بمساحة 0.02 متر مربع ، والأخرى 0.01 متر مربع. كان هناك 222 D. rotundifolia النباتات في منطقة العينة. أثناء التحقيق ، سجلنا أيضًا جميع أنواع النباتات المكتشفة بما في ذلك الطحالب والأشنات.
لكل D. rotundifolia في عينتنا ، قمنا بقياس قطر نصل الورقة لأكبر ورقة ، وطول سويقتها ، وقطر وردة الورقة ، وطول ساق الزهرة (إن وجد) (انظر الشكل 2). سجلنا أيضًا عدد الحشرات التي تم التقاطها (انظر الشكل 3) ، وعدد الأوراق النامية والنشطة والميتة لكل نبات.

حسبنا كسور النباتات ذات الحشرات المصطادة ، وكسور النباتات ذات الأوراق النامية في العدد الإجمالي للنباتات D. rotundifolia نباتات في كل موقع. قدرنا أيضًا سطح الالتقاط S لـ D. rotundifolia مثل S = 3،14 * د * د * N / 4 ، حيث d هو قطر أكبر شفرة ورقة ، و N هو عدد الأوراق النشطة لكل نبات (انظر الشكل 4). (تم استخدام أكبر قطر لشفرة الأوراق لتقدير الحجم الذي ستصبح عليه كل ورقة عند نقطة التطور القصوى.) تم استخدام نباتات أنواع المؤشرات التي لوحظت في كل موقع لتقدير العوامل البيئية للموقع.

من المعروف أن أ D. rotundifolia يمكن أن تصل الشتلات إلى حجمها الكامل خلال موسم نباتي واحد (Thum، 1986 Kraft & amp Handel، 1991). على هذا النحو ، يمكننا استخدام حجم الأجزاء الخضرية لكل نبات كخصائص لكثافة نموه الخضري ، وطول الساق المزهرة كخاصية للكثافة التكاثرية للنبات. يمكن استخدام عدد الحشرات التي تم اصطيادها بواسطة كل نبات كخاصية لنجاح اصطياد الحشرات بواسطة النبات.

تحليل عاملي لقيم الموقع المتوسطة لـ D. rotundifolia تم تنفيذ الخصائص المورفوفيسيولوجية (انظر الشكل 5). تحليلات الكتلة والتمييز للخصائص المورفوفيزيولوجية لكل من الملحوظة D. rotundifolia صنعت النباتات. استخدمنا أيضًا اختبار t للعينات المستقلة لمقارنة متوسط ​​طول الورقة ومتوسط ​​سطح الصيد في ظل ظروف بيئية مختلفة. تم اختبار توزيع النباتات في العناقيد عن طريق إجراء اختبار ملاءمة مربع كاي لتوزيع بواسون. تم إجراء تحليل الارتباط البارامترى لبياناتنا. تم إجراء معالجة البيانات الإحصائية باستخدام حزمة برنامج STATISTICA (StatSoft ، Inc.).

النتائج والتحليل

تحليل عاملي لقيم البقعة المتوسطة D. rotundifolia تم تنفيذ الخصائص المورفوفيسيولوجية (الشكل 2). تم العثور على عاملين يصفان تمامًا تطور النبات. يصف العامل رقم 1 كثافة التكاثر والنمو الخضري لـ D. rotundifolia ونجاح اصطياد الحشرات. يصف العامل رقم 2 الكمية المتوسطة الموضعية للأوراق النامية (التي لم يتم فتحها وبالتالي لا يمكن اصطياد الحشرات) والنسبة المئوية للنباتات التي تحتوي على مثل هذا النوع من الأوراق الموجودة في هذه البقعة.

يوضح تحليل الارتباط للبيانات التي تم الحصول عليها أن نجاح اصطياد الحشرات D. rotundifolia، كثافة تكاثرها ، ونموها الخضري مرتبطة ببعضها البعض (N = 222 ، r = 0.48-0.61 ، p & lt0.05). يؤكد هذا الاستنتاج البيانات التي حصل عليها Krafft & amp Handel (1991) و Redbo-Torstensson (1994).

الزيادة في كثافة D. rotundifolia on any spot leads to the decrease of the number of plants with captured insects at the spot (N=22, r =-0.50, p<0.05). This suggests intrapopulation competition for insects. As the density of plants on a spot increases, the length of their active leaves (i.e. that are capable of capturing insects) decreases (N=22, r =-0.50, p<0.05). Thus the overlapping of active leaves is prevented, allowing for decreased competition for insects within a population.

أكثر من D. rotundifolia grew on sphagnous spots (36.4% of the 22 investigated populations) or on bogs situated on the heights formed by rocky outcrops (27.3% of the 22 investigated populations). Populations were also found on typical raised bogs (13.6%) in sparse waterlogged stands of conifers with Betula nana (9.1%) on a stony ground (9.1%) and once on a moist track (4.5%). All these ecotopes can be characterized by treeless or sparse pine woods, and little or no slope. In such exposed environments, plants have little wind protection or shading. The exposure to the wind may increase the probability of catching flying insects, while the high light levels promote active leaf formation (Masing, 1959 Chandler & Anderson, 1976a Redbo-Torstensson, 1994 Brewer, 1998).

Drosera rotundifolia usually grows in association with Vaccinium oxycoccus, Rubus hamaemorus, Empetrum hermaphroditum و Sphagnum fuscum (the various species of الطحالب occur at 90.9% of the sites).

In the cluster analysis of morphophysiological characteristics, all the investigated plants were divided into seven clusters, one of which included about one third of the total plants. For ten of the investigation spots, more than 50% of the plants were included in this large cluster. In most cases, plants from the a single spot distribute themselves more or less uniformly into 2-4 various clusters. (Chi-square=242.3, 11 degrees of freedom, P=0.0). According to results of discriminant analysis only 39.6% of the total number of the investigated instances of D. rotundifolia are grouped by morphophysiological characteristics according to their location. This confirms there is no significant influence of the environment on the morphophysiological characteristics of D. rotundifolia in our study area.

The largest active D. rotundifolia leaf had a greater diameter if Andromeda polifolia is present, than if A. polifolia is absent (0.4 0.03 cm and 0.3 0.01 cm, respectively). Redbo-Torstensson (1994) noted the increase of the A. polifolia density after the addition of nitrogen in the soil, the occurrence of A. polifolia probably indicates increased soil nitrogen levels. As such, it is likely that the size of D. rotundifolia depends positively on the nitrogen content in the soil.

The leaf-trapping surface area of D. rotundifolia is greater in the presence of Carex pauciflora than when C. pauciflora is absent (1.14 0.16 and 0.62 0.05 respectively). Carex pauciflora is considered to be a plant typical of damp ecotopes (Katz, 1941), so it follows that the total leaf trapping area of D. rotundifolia depends positively on a moistness of its ecotope. Such dependence can be hypothesized as being due to the increased water demand of a larger, tranpirating leaf surface that is covered by secretory glands. This hypothesis explains the observations of many authors (e.g. Katz, 1941 Dixon & Pate, 1978 Aldenius et al., 1983 de Ridder & Dhondt, 1992 Brewer, 1998 and others) about the confinement of carnivore plants to damp ecotopes.

The number density of the plants in the investigated spots varied from 75 m^-2 up to 925 m^-2, and the average value was 256 43.8 m^-2. Redbo-Torstensson (1994) reports densities of 380-520 m^-2. The disparity in number densities can probably be explained by the fewer types of ecotypes Redbo-Torstensson investigated. Thum (1986) recorded 405 plants m^-2 at a small silted bog in Germany -- this suggests that the density of D. rotundifolia varies considerably according to its environment. This fact suggests that the density of D. rotundifolia varies considerably according to its environment.

In summary, we conclude:

1. The success of insect catching, intensity of reproduction and vegetative growth of D. rotundifolia, and the quantity of its developing leaves completely characterize the development of this species.
2. There is an intrapopulation food competition within populations of D. rotundifolia.
3. Usually D. rotundifolia grows in raised bogs and waterlogged ecotopes.
4. The size of D. rotundifolia depends positively on the nitrogen content in the soil.
5. The total prey-trapping leaf surface area of D. rotundifolia depends positively on the moisture level of its environment.
6. The number density of D. rotundifolia varies considerably, depending on its environment.

Figures:

Figure 1: The region where D. rotundifolia تم التحقيق فيه. The study spots are indicated with numbers.

Figure 2: The length of flower stalk (with flowers) of D. rotundifolia plants for each of the investigated sites.

Figure 3: The number of caught insects per D. rotundifolia plant for each of the investigated sites.

Figure 4: The capturing surface of D. rotundifolia plants for each of the investigated sites.

Figure 5: The results of factorial analysis of the spot-averaged values of D. rotundifolia morphophysiological characteristics.

The morphophysiological characteristics of D. rotundifolia are marked with numberes:

1- the diameter of the blade of the greatest active leaf

2- the petals length of the greatest active leaf

3- the diameter of the leaf rosette

4- the number of insects per plant

5- the number of active leaves per plant

6- the number of developing leaves per plant

7- the length of the flower stalk

8- the percentage of plants with developing leaves

9- the whole square of catching surface of the plant

شكر وتقدير.

The investigations were carried out in the framework of Moscow South-West High School. I am indebted to my supervisor Dr. Biol. الشوري. Shipunov A.B. and all teachers and pupils who helped me in field work.

مراجع

Aldenius J., Carlsson B., Karlsson S. 1983. Effects of insect trapping on growth and nutrient content of Pinguicula vulgaris L. in relation to the nutrient content of the substrate. -- New Phytologist 93: 53-59.

Balandin S.A., Balandina T.P. 1993. Drosera rotundifolia. -- Biologicheskaja Flora Moskovskoj oblasti 9: 31-38.

Brewer J.S. 1998. Effects of competition and litter on a carnivorous plant, Drosera cappilaris (Droseraceae). -- American Journal of Botany 85 N 11: 1592-1596.

Busgen M. 1883. Die Bedeutung des Insektenfangs fur Drosera rotundifolia L. -- Botanische Zeitung 41 N 35: 569-577.

Chandler G.E., Anderson J.W. 1976. Studies on the nutrion and growth of دروسيرا species with reference to the carnivorous habit. -- New Phytologist 76: 129-141.

Chandler G.E., Anderson J.W. 1976b. Uptake and metabolism of insect metabolites by leaves and tentacles of دروسيرا محيط. -- New Phytologist 77: 625-634.

Darwin C. 1875. Insectivorous Plants. John Murray, London, pp. 145-154.

De Ridder F., Dhondt A.A. 1992. A positive correlation between naturally captured prey, growth and flowering in Drosera intermedia in two contrasting habitats. -- Belg. Journ. بوت. 125 N 1: 33-40.

Dixon K.W., Pate J.S. 1978. Phenology, morphology and reproductive biology of the tuberous sundew, Drosera erithrorhiza Lindl. -- Australian Journal of Botany 26: 441-459.

Dixon K.W., Pate J.S., Bailey W.J. 1980. Nitrogen nutrition of the tuberous sundew, Drosera erithrorhiza with special reference to catch of arthropod fauna by its glandular leaves. -- Australian Journal of Botany 28: 283-297.

Hanslin H.M., Karlsson P.S. 1996. Nitrogen uptake from prey and substrate as affected by prey capture level and plant reproductive status in four carnivorous plant species. -- Oecologia (Berlin) 106: 370-375.

Kats N.J. 1941. Bolota i torfjanniki. Nauka Press, Moscow, pp. 6-10, 53-61.

Kellerman C., Raumer E. 1878. Vegetationsversuche an Drosera rotundifolia mit und ohne Fleischfutterung. -- Botanische Zeitung 36 N 14: 209-218.

Krafft C.C., Handel S.N. 1991. The role of carnivory in the growth and reproduction of Drosera filiformis و D. rotundifolia. -- Bulletin of the Torrey Bot. النادي. 118 N 1: 12-19.

Masing V. 1959. Huulheum - Darvin Lemmikmaim. -- Eesti loodus N 6: 354-359.

Pate J.S., Dixon K.W. 1978. Mineral nutrition of Drosera erythrorhiza with special reference to its tuberous habit. -- Australian Journal of Botany 26: 455-464.

Poretskij S.A. 1914. Khichshnije rastenija , Mysl Press, St.-Petersburg, pp. 12-15.

Redbo-Torstensson P. 1994. The demographic consequences of nitrogen fertilization of a population of sundew, Drosera rotundifolia. -- Acta Bot. Neerl. 43 N 2: 175-188.

Thum M. 1986. Segregation of habit and prey in two sympatric carnivorous plant species, Drosera rotundifolia و Drosera intermedia. -- Oecologia 70: 601-605.


The carrion beetle

Carrion beetles, or Nicrophorus_spp, (there are several species) are very particular insects: in order to reproduce they need to find and bury a small mouse or bird carcass. This is a Herculean task. The beetle can smell death from several kilometres away and once a carcass has been located it needs to be secured – it is a rich prize. At just over 1cm in length, a pair of beetles can bury a 30g mouse in matter of hours by excavating the soil underneath it.

The carrion beetle, Nicrophorus vespilloides, burying the mouse carcass. © Sheena Cotter , Author provided

Once the carcass has been interred in its crypt, the mother and father strip it of fur or feathers, roll the remaining flesh into a ball and smear it with antimicrobial secretions to prevent bacteria and fungi from attacking it or their brood. The beetles also cover the carcass with their own gut microbes, which help to digest the carcass, prevent decomposition by soil microbes and change the scent of the carcass so that it stops attracting competitors such as flies and other beetles.

Preparing for a new family is a big job but the parents take regular breaks from the carcass to mate. The female will then lay her eggs in the surrounding soil. Two days after carrion beetles secure the carcass, it is ready to host its new family. The parents bite a hole in the skin and on the third day to encourage the newly hatched larvae inside to feed. The beetles are excellent parents. Not only do they prepare and maintain the carcass for their babies, they also regurgitate food for them for the first few days after they hatch.

The mother stays with her brood until they have completely consumed the carcass and the father leaves a few days earlier (unless he has been widowed, in which case he will care for the babies alone). In around a week, the babies reduce a dead mouse to bones and hair. At this point the family parts ways. The remaining parent emerges from the crypt and flies away to feed, and hopefully find a new carcass. The babies burrow into the soil to pupate, emerging as adults three weeks later.

A beetle parent and its offspring. © Oliver Krueger , Author provided

The carcass of a dead animal is very nutritious, with a much higher proportion of digestible proteins than those found in plants. The decomposition of the carcass, whether by beetles or soil microbes, returns many of these nutrients to the soil.

If there weren’t any beetles there, this would happen all the same – bacteria, fungi and other insects would ensure this. But if a burying beetle breeds in the carcass, decomposition occurs underground. The carcass also disappears much more rapidly (one or two weeks versus several weeks with microbial decomposition alone) and so the entire timing and whereabouts of nutrients in the soil is completely altered.

The week-long breeding cycle of the carrion beetles works like a very precise clock, with precise intervals of time at which very specific events happen. We realised that this offered a fantastic opportunity and by studying this process in detail, we would be able to analyse the soil in a fairly unique way.

Soil is very difficult to predict and therefore to study. Two handfuls of soil collected one beside the other can contain very different amounts of organisms, different species and can also differ substantially in terms of basic properties, such as soil water, pH and how much organic matter it contains. And we know very little about how soil changes over time. But these changes are important, especially if we want to know how biodiversity responds to extreme disturbance such as drought and flood.

Understanding soil processes in more depth will allow us to better combat soil erosion. Dirk Ercken/Shutterstock

Carrion beetles produce antibiotics to protect the carcass and their brood at the beginning of the breeding cycle. This means the activity of things like bacteria and fungi in soil are blocked at known points in time. If we could show that the release of the antibiotics correlated with a change in microbes, animals and organic matter, we would have shown that the carrion beetle is a key driver of how matter – and so molecules like CO2 – moves through the ecosystem.


June bugs are loud but harmless to humans

June bugs. May-June beetles. Screen-thumpers. Whatever you call the large, lumbering beetles of the genus Phyllophaga that gather around Maine porch lights this time of year, rarely are they welcome visitors.

That’s something that mystifies Clay Kirby, insect diagnostician with the University of Maine Cooperative Extension.

“I used to play with June bugs as a kid,” he said. “I’d borrow a spool of thread from my mom and tie an end around the leg of a June bug and then fly it around with my thread before letting it safely go — this was in the 1960s and back before we had computer games [and] look, I turned into an entomologist.”

هناك عدة أنواع من Phyllophaga found in Maine, which start emerging at the end of May.

“These beetles spend most of their life underground,” according to Gary Fish, state horticulturist with the Maine Department of Agriculture, Conservation and Forestry. “In fact, they are one of the grubs that affects lawns and turf because the feed on the roots of grasses.”

The larvae of the June bug will spend two- to three-years below ground, allowing it to grow into one of the largest white grubs found in Maine.

“They grow for a couple of years and get fairly big,” Fish said. “They normally don’t cause a lot of damage, unless a lot of their eggs are laid in the same area and then they can eat a lot of the grass roots.”

Since there are several different species of June bugs in Maine, Kirby said it can appear they live longer than they do. What people are seeing, he said, is different species emerging on different schedules.

“Typically June bugs do not live more than several weeks,” he said. “I started seeing them on my porch in early May.”

The last of the June bugs, he said are usually gone by mid-July.

While above ground, a June bug is really interested in only two things — eating and making more June bugs.

“Actually, they don’t even eat that much as adults,” Fish said. “All they really do is come out, mate and lay eggs. … What little they do eat is a diet comprised of oak and other tree bark, but never enough to cause damage to the trees.”

Native to Maine, June bugs are harmless to humans and don’t bite.

But that’s cold comfort to people who face night time airborne gauntlets of the beetles swarming around porch lights or lighted screen doors.

“They just fly around and might smack into your head and get caught in your hair [and] that scares people,” Fish said. “Really they are just bumbling around and not any particular mission.”

That fear reaction is fairly typical when it comes to insects, according to Dr. Lorien Lake-Corral, associate professor of sociology and coordinator of the social science program at University of Maine at Augusta.

“There are definitely people with official entomophobia, but that is not what most people have,” Lake-Corral said. “What most of us have is disgust and our brains will mix that up with fear.”

Entomophobia is the fear of bugs, but Lake-Corral said, for whatever reason, when it comes to insects there can be a “general confusion response” in the brain that displays as fear.

“There is something to be said for the biology of this,” she said. “We are wired to look for potential dangers and we learn that some bugs are dangerous, even though we know cognitively most bugs are not actually dangerous to us and that’s where culture kicks in.”

In cultures where bugs are a human protein source, Lake-Corral said you don’t see that level of fear or disgust of insects like the June bugs.

“For them, it’s food so they don’t react to it,” she said. “It’s much the same way we don’t react to lobsters they way we often react to spiders, even though at the end of the day a lobster is just a giant, underwater bug.”

The fact that June bugs are good at startling humans does not help its reputation, either, Kirby said.

“They bang up against screens and windows at night and then make that buzzing sound with their wings,” he said. “So maybe it’s just about the things that go bump in the night.”

Then there are those hairy, barbed legs.

“They do have clingy legs,” Kirby said. “That does make it easier for them to get caught in your hair.”

There are things that can be done to limit June bugs congregating around porch lights, like using a yellow bulb.

“They are phototropic and attracted to light,” Fish said. “A yellow light may still attract them, but not as much.”

To control them while still in the grub stage, Fish said there are certain species of nematodes that can be released which feed on the beetle larvae.

“There really is no reason to control the adults because they don’t bite or harm vegetation,” Fish said. “But in high enough numbers, the larvae can be a lawn pest.”

Mammals like skunks, raccoons and birds including crows and seagulls feed on the larvae and if enough of the vertebrates come to dinner, it can tear up a lawn pretty quickly as they dig around for the grubs, he said.

Kirby hopes people take a live and let live posture with the June bugs.

“For me they are a lot of fun and I have pleasant memories of them,” he said, “Of course, I do remind my motorcycle friends to wear goggles or visors this time of year if they like to experience riding on these warm, summer nights [because] hitting a June bug at a high speed can give you a heck of a black eye.


How to Make a 4-H Insect Collection

إجابة. We never ask that insects be re-pinned. This would definitely destroy them. Rather, insects are mounted on pins so that the pins can be moved around in the box. Higher grade family level identification rules only ask that collectors group their insects by family, with the family name label (placed on the floor of the box in much the same way as the order label is). We suggest making the family labels smaller than the order labels to assist in organization and appearance. The label on the pin (locality, date collector) should always stay on the pin and, like the insect itself, should never be removed. Common names can be put on the pin as a second (bottom) label. These labels are easily changed without harming the insect.

Answer: The following figure is a good example of how to arrange insects under the appropriate lables of order and family. Grouping &lsquolike insects&rsquo together is always a good strategy.


Suggested arrangement of an insect display box.

Answer: There is not a lot of scientific merit in assigning common names to insects in a collection because common names are very subjective. We understand your concern that one common name may occur for two very different insects and some insects do not have a common name at all. However, common names have always been a part of the insect collection requirements in Indiana. The last time I suggested removing the common name requirement it was met with significant resistance. Many said it was part of the fun of collecting. I certainly do not want to remove the fun!

In addition, the state judging event (CDE) is also based upon identification of insects by common name. Many 4-Hers participate in both the 4-H Entomology Project as well as the Entomology CDE. For these reasons, we will maintain the common name requirement. Rest assured, however, that judges are a bit relaxed in this requirement. We do not want collectors to not include an insect because they cannot find a published common name for it. Remember that like scientific names, common names occur at several different levels. We also accept the common names of both family and orders.

For example, all insects in the order Diptera are commonly called ‘flies’. Fly is the common name for this order. The common name for one family of flies is mosquito (family Culicidae). This is also correct. The common name of one species of mosquito (Aedes (Stegomyia) albopictus) is either ‘Asian tiger mosquito’ or ‘forest day mosquito’. Judges should accept any of these common names, fly, mosquito or Asian tiger mosquito. I expect the earlier divisions to know the common name ‘fly’, middle divisions to know that it is a ‘mosquito’ and the more advanced divisions to know it is an ‘Asian tiger mosquito’. So, you can see that judges need to be very flexible in reviewing common names. But if it makes collecting more fun – we’ll keep the rule in place.

Answer: You are correct. The science of insect taxonomy is fluid and what is accepted one day, may change the next. That is part of the beauty of this field of science. I personally still become frustrated at having to re-learn things that I thought were one way and now taxonomists have changed them. Young collectors must also get used to this. It is part of the science.

Having said that, we have compiled a list of 24 common orders that we would like 4-H collectors to use. These are published in the Awesome insect collection book as well as on-line. We believe that sticking to these orders will add more equality to the collections and allow judges to compare collections more easily. So, the rules are that only these orders are to be used. Until we have a similar text and list for family names, judges will have to be flexible in how the insects are identified. Rest assured that if it is not flat-out misidentified, there will be no point deductions for using either a ‘new’ or an ‘old’ family name.

Answer: Entomology consists of much more than just naming insects. There are many things to learn about the science of Entomology. What we do want to see is that the students learn something new each year and find a way to display that knowledge to the public. For that reason we have implemented a general educational component to collections in every division. This begins with the early divisions assigned to include a prepared card. For grades, card numbers, and and exhibit requirements see Entomology Exhibit Requirements.

Answer: Stacye, There is no one right way and entomologists are divided. We have chosen to include mantids, walking sticks, and roaches into one order Dictyoptera. Others break up the order into two. It is just a matter of preference (much like spelling a name – Stacey, Stacie, or Stacye). For purposes of the 4-H collection exhibits as well as for the insect judging CDE will follow the reference books (How to Make an Awesome Insect Collection and How to Manage Radical Insects).

Answer: Occasionally changes in classification systems are necessary such as when new insect groups are discovered, such as the recently discovered order of insects (gladiator insects) from west Africa (2002). These have been classified as an entirely new order called Mantophasmatodea.

Changes in insect taxonomy and classification also occur when existing orders are either separated (split) or combined (joined). For example, the previously recognized order Dictyoptera, is no longer in use, raising each of the two groups that were previously part of Dictyoptera (Mantodea and Blattodea) to ordinal levels.

In contrast, three previously recognized orders Neuroptera, Raphidioptera and Megaloptera are now all considered part of the single order Neuroptera.

Similarly, termites (previously recognized as belonging to their own order, Isoptera) are now joined with their close relatives into the single order Blattodea.

Sucking and chewing lice are no longer separate orders (Anoplura and Mallophaga), but rather belong to the common order Phthiraptera. The long embraced, 2-order classification for all &lsquotrue bugs&rsquo (Hemiptera and Homoptera) has been recently reduced into a single order called Hemiptera.

Changes at lower levels (Family, Genus and Species) occur more frequently. For instance, the family Lygaeidae recently has been split to form 10 separate families, whereas insects previously known as Cicindellidae are now part of the family Carabidae, Lyctidae is now included in Bostrichidae, Buchidae is considered part of Chrysomelidae, Nymphalidae includes Danaidae as well as Satyridae and Apidae now includes both Anthophoridae and Bombidae.

These are but a few of the recent family changes to contemporary insect classification. Genus and species level taxonomy is even more fluid. The ever-changing science of Taxonomy and Systematics makes Insect diagnostics both challenging and rewarding.

Answer: The bee keeping project has an &lsquoIndependent study&rsquo for topics such as pollinator protection. In addition, education boxes (required in the upper grades of the 4-H entomology project offer ideal places.

Answer: Insect posters must adhere to the poster guidelines. We are seeing entries with interesting and valuable information but are not presented properly. There are workshops available to teach how to make a poster and written information can be provided that should be reviewed by all contestants and coaches. Video on How to Make a Poster.

Also, a publication 4-H Poster Hints is extremely helpful.

Answer: Mounting insects is always a challenge for beginning students. Spreading butterfly and moth wings is especially difficult. Expertise only comes with direction and practice. Workshops are invaluable. There are several YouTube videos that illustrate these techniques including &ldquoThe Insect Hunter&rsquo videos produced by our department (see link in this site). In most cases, early grade judging differences come down to this more often than identification.

Answer: Please refer to the &lsquoAwesome Insect Collection&rsquo ID 401 booklet for detailed descriptions on how to make a collection. This should be the written resource that all students refer to when making a collection.

Answer: Many of the deductions judges make have to do with improper labels. هنا بعض النصائح: Labels should conform to a certain and consistent size. Making a computer template with pre-sized labels is a great idea. Labels should be placed on a pin using a pinning block. This keeps labels straight and at the correct and standard position on the pin. Correct information is found in the ID 401 book, and also on the 4-H Youth and Entomology website at Purdue University.

Answer: See resource above for information requirements. Judges deduct points for incomplete label information. In general, more detail should be provided on labels. For example, just listing a county as the location is not correct. It must also include the state. However, the state alone is also insufficient. Detail provided on the label makes the specimen more valuable. Likewise, just having a year listed as the collection date is not specific enough.

Answer: Two of the same insect species should not be used in a collection submitted for judging. Even if specimens appear differently, for example, submitting two specimens of a swallowtail butterfly (even though one is a male and one a female) is likely to lead to a small point deduction – especially at the higher grades. The judges are looking for the &lsquomost&rsquo &lsquodifferent&rsquo insects possible within the grade levels.

Answer: There is no one right way to list orders and entomologists don&rsquot always agree. We have chosen to include Homoptera as an order. Others, including the website you found, list it as a suborder. It is a matter of preference. Because of these disagreements and changes that have occurred over the years we publish an official reference that is to be used for the 4-H exhibit: How to Make an Awesome Insect Collection. ID-401, page 57 and pp 194-199. (See &ldquoNomenclature&rdquo section for more on this topic.)

Answer: The collection information should be closest to the insect, with the family name below. Insects are grouped by order, so the order label is generally at the top of the group. The perferred labeling is shown on page 43 of the resource book, How to Make anAwesome Insect Collection! (ID-401). The book shows a "host" label, that we don't require.

Answer: We do not have a list of family labels because there are just too many families to provide labels for. Youth will need to make their own. Computer print is advised.

Answer: No, the specific number is a 'minimum'. You will not be penalized if you identify more than the minimum.

Answer: No, family names do not need to be in italics. Normally in scientific work only genus and species are italicized.

Answer: Youth exhibiting in the 5th grade can include the collector label if they wish, or they can add this information next year (to the specimens that they choose to use for the 6th grade). If the collector label is included it will NOT count against them.

  • In Insects: How to Study, Collect, Preserve and Identify, A Walkingstick is in the order Dictyoptera and the family is Mantidae. A Cicada is in the order Homoptera and the family name is Cicadidae.
  • In the National Wildlife Federation's Field Guide to Insects and Spiders of North America, a Walkingstick is in the order Phasmida and the family name is Diapheromera Femorata. A Cicada is in the order Hemiptera Homoptera and the family name is different. How do we know which one to choose?

Answer: Entomologists disagree and have changed the classification of some insects over the years. We choose to use the new resource, How to Make an Awesome Insect Collection (ID-401) as the official 4-H reference (page 57 and pages 194-199). this book is available through Purdue's, The Education Store (for purchase ($15.00) and online at <http://extension.entm.purdue.edu/4hyouth/>. (The book is listed just under "Home" in the left hand column.) Note that the Indiana State Fair exhibit guidelines, <http://www.four-h.purdue.edu/projects/>, state: use the orders listed in the reference material (page 57, ID-401).

Answer: There is no one right way to list orders and even entomologists don't always agree. We have chosen to include Homoptera as an order. Others, including many websites now list it as a suborder. It is a matter of preference. Because of these disagreements and changes that have occurred over the years we have an official reference that is to be used for the 4-H exhibit: How to Make an Awesome Insect Collection, ID-401, page 57 and pages 194-199. (See "Nomenclature" section for more on this topic.)

Answer: The collection information should be closest to the insect, with the family name below. Insects are grouped by order, so the order label is at the top of the group. The preferred labeling is shown on page 43 of the resource book, How to Make an Awesome Insect Collection! (ID-401). The book shows a "host" label, that we don't require.

Answer: We do not have a list of family labels because there are just too many families to provide labels for. Youth will need to make their own. Computer print is advised.

  1. Is the scientific name an additional label?
  2. Can it be combined with the common name?
  3. What would be the recommended size of card that is placed in the lower right hand corner with name, grade, county, # of orders, # of insects, plus "box 1 of 3"?

Answer: The scientific names are not required. A few years ago, the state fair jodges noted that some youth add scientific names, but were often doing it incorrectly. They asked that we give the "rules" for scientific names, which you now see added to the exhibit requirements. So, to answer your question, yes, youth can put the scientific name with the common name, if they wish. As to the recommended size for the card, they are often 3 X 5 inches, but we do not give specific guidelines, as you noted.

Answer: See the guidelines for proper pinning and spreading of wings using the book, Insects, How to Study, Collect, Preserve and Identify (4-H 764) or online: How to Make an Awesome Insect Collection.

Answer: The proper way to pin a beetle is to have a single pin go through the beetle on the right elytra. See How to Make an Awesome Insect Collection (ID-401), How to Display Insects, for additional information about pinning insects.

Answer: Freezing insects is often the easiest way to kill insects. Ethyl acetate can also be used and may be purchased at a pharmacy. You can also use finger nail polish remover, although it does not work as well, but it is much more readily available, and cheaper. Remember to use something in the bottome of your killing jar to soak up the ethyl acetate or nail polish remover. You can use plaster of Paris, cottom balls, cut up rubber bands, sawdust, or paper towels, Cut a circle of cardboard to place on top to separate from the insects. The cardboard will not be necessary with the plaster of Paris if you pour off any excess.) Label your jar "Poison - insect killing jar".

Answer: Ethyl alcohol can be used to preserve soft bodied insects. It can be purchased at a pharmacy, and diluted to 70% with water.

Answer: Nymphs should not be exhibited. The Indiana State Fair exhibit guidelines require: All insects must be in the adult stage and be properly mounted on insect pins or be contained in vials as directed.

Answer: No, they need to find an adult for the collection. A larvae may be exhibited in the educational box, however.

Answer: Try either of the following:

  • Purdue's Department of Entomology, 4-H and Youth website
  • Publications and Professional Societies
  • Websites (see Resources section)

Answer: While I cannot tell you for sure what any given judge would rule on displaying walking sticks in the process of mating, it is my belief that most (if not all) would not accept this as a proper display of an insect. The primary intent for collections is for youth to collect, correctly identify, and correctly display insects so others can see them and learn from them. Your son should not try to separate the walking sticks because that would probably ruin the specimens. He may want to keep this pair to use in the 9th grade educational display box (with an insect behavior theme). The mating pair is an unusual find - I don't think that many people have seen that so it would be educational!

Answer: The male and female of any species would count as two insects. But count only as one species. Thus it is best to only enter the nicest one for upper divisions.

Answer: No they are not endangered. The praying mantis is a beneficial insect, so some people are reluctant to collect it, but you may do so, if you wish. Note: there are no insects that 4-H members ar likely to find in Indiana that would be illegal to collect (praying mantis and lunar moth are both OK) althought there are some that are nationally protected (see next question).

  • Karner blue butterfly (Lycaeides melissa Samuelis), which is found in the Indiana Dunes area.
  • Mitchells satyr butterfly (Neonympha mitchellii), not known to occur in Indiana but has been found just across the Michigan line.
  • American burying beetle (Nicrophorus americanus), not seen in Indiana for 80 years or more.
  • The Hines emerald dragonfly (Somatochlora hineana), a species of special concern known in Michigan and Ohio but not currently in Indiana.

Answer: There are some regulated insects that should be reported to the IDNR. If you find an invasive insect, contact the IDNR, Division of Entomology.

Answer: No, Itg is illegal in many areas of the world to collect insects and the laws change often enough that it is difficult to know what is legal. the U.S. Fish and Wildlife Service "Lacy Act," is intended to stop poaching, and has been interpreted to include all wildlife including insects. Do not collect insects when traveling outside the U.S.

Answer: Purdue does NOT have insects for sale, but some may be purchased from Carolina Biological Supply or Wards Natural Science.

Answer: All insects must be caught, preserved, and displayed by the 4-H member. Please remind your entomology leader that there is a line on the specimen label that requires the collector information (state, county date, collector name). The collecting and identification is the educational part of this activity.

Answer: Entomology display boxes (and pins) are available through Purdue's The Education Store. Plans and directions to make entomology boxes and spreading boards are also available at the website. Professional boxes may be purchased from BioQuip (BioQuip, enter "box" in the search box on the left hand side).

Answer: The measurements for entomology display boxes may be either depth. The judges know that there are various plans out there. Boxes made that are not deep will not work well for some insects. Specimens are not as likely to be crushed if the box is deeper (3.5" tall). (The major concern is the length and width, so the boxes fit on your display shelves.) Note: The plans given on the 4-H entomology website have been updated to use a 1" X 4" board.

  1. Arthropod Collection & Identification, Laboratory and Field Techniques is an excellent resource for 4-H entomology members that are interested in collecting insets. The authors are Purdue Entomology faculty, Dr. Chris Oseto and Dr. Tim Gibb. It is a great resource - Very comprehensive, including chapters on: Equipment and Collecting Methods, Agents for Killing and Preserving, Storage of Specimens, and a whole section on Classification. ISBN-13:978-0-12-369545-1, ISBN-10:0-12-369545-7.
  2. How to Make an Awesome Insect Collection (print, online).
  3. Publications & Professional Societies
  4. Websites

علم الحشرات التمديد بوردو ، 901 West State Street ، West Lafayette ، IN 47907 USA ، (765) 494-4554


شاهد الفيديو: عشر لدغات حشرية ينبغي أن تكون قادرا على التعرف عليها (أغسطس 2022).