معلومة

ج 9. إشارات الأنسولين - PI3K و Akt (بروتين Kinase B) - علم الأحياء

ج 9. إشارات الأنسولين - PI3K و Akt (بروتين Kinase B) - علم الأحياء



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

مرض السكري من النوع 2 ، حيث يصبح الناس مقاومين للأنسولين مما يؤدي إلى ارتفاع نسبة السكر في الدم وسلسلة العواقب الصحية التي تلي ذلك ، هو وباء في العالم. الآخر ، ركيزة مستقبلات الأنسولين 1 ، IRS1 ، "بروتين سقالة" يؤدي إلى حركة بروتين GLUT4 (بروتين نقل الجلوكوز) إلى سطح الخلية. يتم عرض هذه الأنشطة بشكل تخطيطي في الشكل أدناه.

الشكل: الإشارات الأولية على ربط الأنسولين بمستقبل الأنسولين

بعد الفسفرة بواسطة بروتين مستقبل الأنسولين المنشط التيروزين كيناز ، يربط IRS-1 الفوسفاتيدينوسيتول 3-كيناز (PI3K) الذي يتسبب في فسفرة 3'OH على فوسفاتيديل إينوزيتول (PI) في النشرة الداخلية للغشاء لتشكيل PI (3) P . PI3K هو عضو في عائلة كينازات الفوسفوريلات pI. يعد المسار الأيضي المتمركز في pI3K واحدًا من أكثر أنواع السرطانات تحورًا في البشر. يقوم PI (3) P بدوره بتجنيد الغشاء كينازات أخرى غير نشطة ، كيناز 1 المعتمد على الفوسفوينوزيتيد ، PDK1 و Akt ، المعروف أيضًا باسم PKB.

الشكل: مشتقات فوسفاتيديلينوسيتول المفسفرة

عند ربط PI (3) P ، يصبح PDK1 كيناز نشطًا ، والذي يفسف وينشط Akt. الأسرة المكونة من ثلاثة كينازات Akt هي بروتين كيناز Ser / Thr الرئيسي الذي يعمل على فسفرة البروتينات المشاركة في مجموعة من أنشطة الخلية ، بما في ذلك تنظيم نقل الجلوكوز وتكاثر الخلايا والموت. في مسار إشارات الأنسولين ، يؤدي Akt النشط (الفسفوري) إلى حركة بروتين GLUT4 من الحويصلات داخل الخلايا داخل الخلايا إلى سطح الخلية ، مما يوفر طريقة أسرع لاستيراد الجلوكوز إلى الخلية التي إذا قام Akt بتنشيط التعبير الجيني GLUT 4.

مسار pi3K: رسوم متحركة من Promega

المساهمون

  • البروفيسور هنري جاكوبوسكي (كلية سانت بنديكت / جامعة سانت جون)

مسار إشارات الأنسولين

الأنسولين هو هرمون ببتيد يعمل في الغالب على خفض مستويات السكر في الدم. يتم إفرازه من خلايا بيتا الموجودة في جزر البنكرياس استجابةً لامتصاص المغذيات وزيادة مستويات السكر في الدم. عندما يرتبط الأنسولين بمستقبلاته على الخلايا المستهدفة ، مثل خلايا العضلات والهيكل العظمي والخلايا الشحمية ، يتم بدء سلسلة إشارات ، والتي تبلغ ذروتها في نقل ناقل الجلوكوز GLUT4 من الحويصلات داخل الخلايا إلى غشاء الخلية. بمجرد دمج GLUT4 في غشاء البلازما ، فإنه يعمل على تعزيز امتصاص الجلوكوز خارج الخلية ، والذي يتم تخزينه بعد ذلك كجليكوجين في هذه الخلايا ، وبالتالي تنظيم نسبة الجلوكوز في الدم [1].

ينظم الأنسولين أيضًا نسبة السكر في الدم من خلال تثبيط استحداث السكر (إنتاج الجلوكوز الجديد) وتحلل الجليكوجين (انهيار الجليكوجين) في الكبد. إلى جانب تنظيم مستويات الجلوكوز في الدم ، يلعب الأنسولين أيضًا أدوارًا مهمة في تسهيل تخليق البروتين والدهون ومنع تحويل البروتين والدهون إلى جلوكوز.

بينما يُنظر إلى الأنسولين على نطاق واسع على أنه هرمون منظم لتوازن الجلوكوز ، فإن مجموعة متزايدة من الأبحاث تلقي الضوء على أدوار أوسع لهذا الببتيد. يتم الحفاظ على مسارات إشارات الأنسولين بشكل كبير ، مع وجود أنظمة إشارات شبيهة بالأنسولين في جميع metazoans ، وقد ثبت أنها تنظم العديد من العمليات المحفوظة تطوريًا ، بما في ذلك العمر والتكاثر [2].

مستقبلات الأنسولين

ينتمي مستقبل الأنسولين إلى مستقبل العائلة الفائقة التيروزين كينازات (RTKs) [3،4] ويتم تنشيطه بواسطة الأنسولين ، بالإضافة إلى عوامل النمو الشبيهة بالأنسولين (IGF1-2). وهو بروتين غير متجانس يتكون من وحدتين فرعيتين من خارج الخلية ووحدتين فرعيتين عبر الغشاء ، ترتبط ببعضها البعض بواسطة روابط ثاني كبريتيد. ترتبط معظم RTKs مباشرة ببروتينات الإشارة. ومع ذلك ، يرتبط مستقبل الأنسولين ببقايا الفسفرة على البروتينات الشريكة ، وهي عائلة من بروتينات الالتحام الكبيرة المعروفة باسم عائلة ركيزة مستقبلات الأنسولين (IRS1-6) [5،6] ، بالإضافة إلى بروتين المحول Shc (Src homology 2 المجال الذي يحتوي على) [7].

مسارات مستقبلات الأنسولين

عندما يرتبط الأنسولين بالوحدات الفرعية خارج الخلية لمستقبل الأنسولين ، يتم إحداث تغيير في التكوين ، والذي ينتج عنه بعد ذلك الفسفرة الذاتية للعديد من بقايا التيروزين الموجودة في الوحدات الفرعية. هذه تشكل مواقع الربط لبروتينات IRS ، التي تحتوي على مجالات ربط phosphotyrosine (PTB) ، أو لبروتينات محول Shc ، التي تحتوي على مجالات src-homology 2 (SH2). يشكل ارتباط مستقبل الأنسولين إما بـ IRS أو Shc منصة تسمح بتجميع جسيم تحويل الإشارة الذي يؤدي إلى ظهور مسارات إشارات متعددة داخل الخلايا [8].

ينتج مساران رئيسيان عن تفاعل مستقبلات الأنسولين مع IRS ، مسار PI3K / AKT (المعروف أيضًا باسم بروتين كيناز B أو PKB) ، ومسار Ras / MAPK (المعروف أيضًا باسم كيناز خارج الخلية أو ERK). يرتبط مسار PI3K (فوسفوينوزيتول 3-كيناز) حصريًا من خلال IRS وهو مسؤول عن معظم التأثيرات الأيضية للأنسولين في الخلية [9،10]. من ناحية أخرى ، ينبع مسار MAPK من IRS ، وكذلك Shc ، ويشارك في تنظيم التعبير الجيني ، وبالتعاون مع مسار PI3K ، ينظم أيضًا نمو الخلايا وتمايزها [11].

مسار PI3K / AKT

يتم تنشيط مسار PI3K عن طريق ربط الوحدات الفرعية التنظيمية PI3K p85 و p55 بـ IRS1 و IRS2. ينتج عن هذا تنشيط الوحدة الفرعية الحفزية PI3K ، p110. بمجرد تنشيط الوحدة الفرعية p110 ، يحفز PI3K بعد ذلك فسفرة فوسفاتيديلينوسيتول (PI) لتوليد PIP3 (فوسفاتيديلينوسيتول 3،4،5-ثلاثي الفوسفات) في غشاء الخلية [10،12]. PIP3 هو رسول ثان مهم يعمل على تجنيد PDK1 (بروتين كيناز 1 المعتمد على 3 فوسفوينوزيتيد) و AKT إلى الغشاء ، حيث تقوم فسفرة PDK1 بتنشيط بقايا السيرين / ثريونين لـ AKT [13]. من هنا ، تلعب AKT دورًا في أربع عمليات مصب حرجة.

يشارك AKT في تنظيم تخليق البروتين عبر الركيزة البروتين mTOR ، وهو سيرين / ثريونين كيناز الذي يعمل كمستشعر للمغذيات. يحفز mTOR تخليق البروتين من خلال فسفرة 4EBP1 (عامل بدء الترجمة حقيقية النواة 4E- بروتين 1) و p70S6K (بروتين الريبوسوم p70 S6-kinase) [14].

يعمل AKT في تنظيم تخليق الجليكوجين عبر glycogen synthase kinase 3 (GSK3) ، وهو آخر سيرين / ثريونين كيناز ، والذي ، من بين أدوار أخرى ، يعمل على تثبيط سينسيز الجليكوجين. يتم تثبيط GSK3 عند الفسفرة بواسطة AKT / PKB ، مما ينتج عنه تخليق الجليكوجين [15].

يلعب AKT دورًا في تنظيم الجينات المولدة للجلوكوز والشحم من خلال عامل النسخ FOXO1 (بروتين يحتوي على صندوق مفترق 1 ، فصيلة O). في حالة عدم وجود الأنسولين ، ينتقل FOXO1 إلى النواة حيث ينشط التعبير عن الجينات المشاركة في تكوين الجلوكوز ، مثل phosphoenolpyruvate carboxykinase (PEPCK) [13]. كما أنه ينشط التعبير عن cyclin G2 ، وهو cyclin غير نمطي يعيق دورة الخلية ، والذي يثبطه الأنسولين [16] ، ويبدو أنه يلعب دورًا رئيسيًا في الانقسام الناجم عن الأنسولين. عندما يتم الفسفرة بواسطة AKT ، يتم عزل FOXO1 في السيتوبلازم ، وبالتالي لا يمكن تنشيط التعبير عن الجينات المستهدفة.

الأهم من ذلك ، أن AKT ينظم أيضًا انتقال ناقل الجلوكوز الحساس للأنسولين GLUT4 ، والذي يتم عزله في الحويصلات داخل الخلايا لخلايا العضلات والخلايا الدهنية إلى غشاء الخلية عن طريق طرد الخلايا ، حيث يسهل امتصاص الجلوكوز من الدم إلى الخلايا. يتم تحقيق ذلك من خلال فسفرة AS160 (ركيزة 160 كيلو دالتون AKT) ، وهو بروتين تنشيط GTPase الذي ينشط RAB ، وهو بروتين G صغير يشارك في تهريب الأغشية عن طريق منع تبادل GTP للناتج المحلي الإجمالي [17].

الشكل 1: مسارات PI3K و MAPK.

الشكل 2: نقل GLUT4 في مسارات PI3K و MAPK.

مسار رأس / مابك

مسار MAPK هو فرع ثانوي أساسي لمسار إشارات الأنسولين. يتم تنشيطه بشكل مستقل عن مسار PI3K إما من خلال ربط البروتين المرتبط بمستقبلات عامل النمو 2 (Grb2) بالتيروزين-فسفوريلاتيد Shc ، أو من خلال ارتباط Sh2 بمستقبل الأنسولين. يرتبط المجال الأميني-الطرف SH3 الخاص بـ Grb2 بالمناطق الغنية بالبرولين بالبروتينات مثل ابن السبعة (SOS) ، وهو عامل تبادل نيوكليوتيد الجوانين الذي يحفز تحول رأس الغشاء المرتبط بالغشاء من شكل غير نشط (Ras-GDP) إلى نموذج نشط (Ras-GTP) [18]. عندئذٍ يكون Ras-GTP المنشط قادرًا على تحفيز المؤثرات النهائية ، مثل Serine / Threonine kinase Raf ، الذي ينشط أهدافه النهائية MEK1 و MEK2 التي تنتقل إلى الفسفرة وتنشط كينازات MAP التي تنظم إشارة خارج الخلية كيناز 1/2 (ERK1 / 2). تشارك ERK1 / 2 المنشط بشكل مباشر في العمليات الخلوية المتعددة ، بدءًا من تكاثر الخلايا والتمايز. إنها تعمل من خلال تنظيم التعبير الجيني وكذلك الأحداث خارج النواة ، مثل إعادة تنظيم الهيكل الخلوي ، من خلال الفسفرة وتفعيل البروتينات المستهدفة في كل من العصارة الخلوية والنواة [11].

التنظيم السلبي لإشارات مستقبلات الأنسولين وإنهاء الإشارة

توجد العديد من الآليات لتخفيف إشارات الأنسولين وضبطها وإنهائها ، سواء على مستوى المستقبل أو في نقاط مختلفة من السلسلة. يتم تنظيم مستقبلات الأنسولين وبروتينات IRS بشكل سلبي من خلال أنظمة متعددة ، مثل التنظيم الناجم عن الترابط ، وفوسفاتاز بروتين التيروزين ، وفسفرة السيرين. تنظم الفوسفاتيز أيضًا الخطوات اللاحقة في شلالات البروتين كينيز المرتبطة.

حلقات ردود الفعل السلبية استجابة للأنسولين

لقد ثبت أن حلقات التغذية الراجعة السلبية تلعب دورًا أساسيًا في ضبط هذه الشبكة المعقدة [13 ، 2]. يؤدي التعرض المزمن للأنسولين (فرط أنسولين الدم) إلى انخفاض مستقبلات الأنسولين على سطح الخلية [19] ، بالإضافة إلى انخفاض IRS1 و IRS2 في المختبر وفي الجسم الحي في الفئران ، والذي تم ربطه بمقاومة الأنسولين في النماذج الحيوانية [13] . يحدث الانخفاض في مستقبلات الأنسولين من خلال الالتقام الخلوي بواسطة حويصلات مغلفة بالكالاثرين. ثم يتم إعادة تدوير هذه المستقبلات أو تحللها داخل الجسيمات الحالة في الخلية [20]. منذ ذلك الحين ، تم إثبات أن الالتقام الخلوي للمستقبل هو آلية ردود فعل سلبية مهمة ذات صلة بفئة RTKs بأكملها.

يتم تنظيم إشارات IRS بشكل سلبي عن طريق فسفرة السيرين والكينازات ، مثل ERK و S6 kinase و c-Jun-N-terminal kinase (JNK) ، والتي يتم تنشيطها جميعًا بواسطة الأنسولين. هذه آلية ردود فعل سلبية أخرى في مسار إشارات الأنسولين [13]. يحفز مستقبل TNFα (TNFR) ، الذي يعمل بشكل أساسي في موت الخلايا المبرمج والالتهاب ، فسفرة السيرين IRS1 من خلال JNK [13] ، مما يتسبب في مقاومة الأنسولين في المختبر وفي الجسم الحي في النماذج الحيوانية وكذلك البشر [21].

إضعاف إشارات الأنسولين بالبروتين وفوسفاتاز الفوسفوليبيد

PTP1B هو بروتين رئيسي من فوسفاتيز التيروزين الذي يزيل الفسفرة مستقبلات الأنسولين. يتواجد هذا البروتين في الشبكة الإندوبلازمية ويعمل على مستقبلات الأنسولين أثناء التدويل وإعادة تدوير المستقبل لغشاء البلازما [22،23]. يعمل PTP1B أيضًا على إزالة الفسفرة البقايا على بروتينات IGF-1R و IRS المنشطة لتقليل نشاطها. لقد ثبت أن الفئران PTP1B أكثر حساسية للأنسولين وتظهر تحسنًا في تحمل الجلوكوز [24،25].

من المعروف أن بروتين سيرين / ثريونين فوسفاتيز 1 (PP1) يلعب دورًا في كل من استقلاب الجلوكوز والدهون من خلال تنظيم العديد من الإنزيمات المحددة للمعدل ، بما في ذلك سينثيز الجليكوجين ، أو الليباز الحساس للهرمونات ، أو أسيتيل CoA carboxylase [26]. يلعب بروتين فوسفاتيز 2A (PP2A) أيضًا دورًا مهمًا في تنظيم أنشطة العديد من كينازات البروتين المشاركة في سلسلة الأنسولين ، بما في ذلك Akt و PKC و ERK [27]. ومن المثير للاهتمام ، أنه تم إثبات أن PP2A مفرط النشاط في حالات السكري [28].

تم إثبات أن فوسفاتاز البروتين 2B (PP2B) ، وهو فوسفاتيز سيرين / ثريونين آخر يُعرف أيضًا باسم الكالسينيورين ، يعمل على نزع الفوسفوريلات Akt [29]. PHLPP-1 و PHLPP-2 ، أعضاء من عائلة PP2C ، يعملان على إزالة الفسفرة من كل من Akt و PKCs [30]. عندما يتم التعبير عن PHLPP1 في الخلايا ، يتم تقليل وظيفة نشاط Akt و GSK3. ينتج عن هذا انخفاض في تخليق الجليكوجين ونقل الجلوكوز [31]. ثبت أن مرضى السمنة والسكري لديهم مستويات مرتفعة من PHLPP1 في كل من الأنسجة الدهنية والعضلات الهيكلية التي ترتبط بانخفاض فسفرة Akt2 [31،32].

يحدث التنظيم السلبي لمسار PI3K من خلال نزع الفسفرة والتعطيل اللاحق لـ PIP3 بواسطة الفوسفاتازات الفسفورية مثل مثبط الورم PTEN (متماثل الفوسفاتيز والتنسن) و SHIP2 (يحتوي على الإينوزيتول 5'-الفوسفاتاز -2). PTEN dephosphorylates phosphoinositides على الموضع 3'، بينما يعمل SHIP2 في 5'-position [33].

العوامل السلبية الأخرى لإشارات مستقبلات الأنسولين

يعمل مثبط بروتينات تشوير السيتوكين (SOCS) أيضًا على تخفيف إشارات مستقبلات الأنسولين. هذه هي وسطاء لإشارات مستقبلات السيتوكين ، مثل مستقبلات اللبتين و IL-6 التي تعمل من خلال كينازات جانوس (JAK) ونقل الإشارة ، وكذلك تنشيط بروتينات النسخ (STAT) [34،35]. تعمل SOCS1 و SOCS3 و SOCS6 و SOCS7 عن طريق الارتباط بمستقبل الأنسولين لتثبيط الإشارات ، وكذلك عن طريق استهداف IRS-1 و IRS-2 للتدهور البروتوزومي [35].

الشكل 3: المنظمات السلبية لمسار إشارات الأنسولين.

عدم تنظيم إشارات الأنسولين والمرض

داء السكري من النوع 2 هو المرض الأساسي المرتبط بالأنسولين ومسارات إشارات الأنسولين. ينتج هذا الاضطراب المعقد وغير المتجانس عن مجموعة من عوامل نمط الحياة والعوامل البيئية ، مثل النظام الغذائي الغربي النموذجي (الذي يحتوي على نسبة عالية من الدهون والسكريات) ، وعدم النشاط ، والسمنة ، ويتم تعديله بشكل إضافي بواسطة محددات وراثية مختلفة [36]. يحدث داء السكري من النوع 2 بسبب عاملين ، حساسية الأنسولين (أو مقاومة الأنسولين) التي تُعزى إلى خلل تنظيم سلسلة إشارات مستقبلات الأنسولين ، والتغيرات في إنتاج وإفراز الأنسولين بواسطة خلايا بيتا في البنكرياس استجابة لارتفاع مستوى الجلوكوز. ومع ذلك ، فإن التأثير النسبي لكلا العيبين على تطور مرض السكري لم يتم التأكد منه بعد ، ولا الأحداث الجزيئية المحددة على مستوى الأنسجة والخلية [2]. نظرًا لوجود مستقبلات الأنسولين في العديد من أنواع الخلايا المختلفة ، فإن خلل تنظيم شبكة إشارات الأنسولين يؤثر على العديد من أعضاء الجسم في مرض السكري.

تجلط الدم وتصلب الشرايين

تعتبر النوبات القلبية والسكتات الدماغية ، الناتجة عن الجلطات الدموية المرضية (الجلطات) ، السبب الرئيسي للوفاة لدى مرضى السكري. يرجع السبب في ذلك إلى شقين أولاً ، حيث أن مرضى السكري لديهم مخاطر متزايدة للإصابة بتصلب الشرايين الأكثر انتشارًا (AS) [37] ، وثانيًا ، لديهم صفائح دموية "مفرطة النشاط" معرضة لتكوين الجلطات. يؤدي تمزق اللويحة المصلبة للشرايين ، جنبًا إلى جنب مع هذا الميل المتزايد للصفائح الدموية لتشكيل جلطة انسداد كبيرة ، إلى زيادة خطر حدوث الجلطات الدموية القاتلة لدى مرضى السكري. تم الإبلاغ عن الخلل البطاني ، بالإضافة إلى النمط الظاهري مفرط النشاط للصفائح الدموية السكرية ، [38،39،40] ، لكن الآليات الكامنة الدقيقة لا تزال غير معروفة إلى حد كبير.

يعاني مرضى السكري أيضًا من مخاطر متزايدة للإصابة بمرض الزهايمر (AD) ، وهو اضطراب تنكسي عصبي ، على الرغم من أن العلاقة الدقيقة بين هذين المرضين غير مفهومة جيدًا. تم الإبلاغ عن خلل في إشارات الأنسولين في دماغ الزهايمر ، ومع ذلك ، ما إذا كان هذا سببًا أو نتيجة للمرض لم يتم التأكد منه بعد [41 ، 42].

هناك أدلة متزايدة على أن مستويات الأنسولين غير الطبيعية وإشارات الأنسولين غير المنتظمة تؤدي إلى تطور السرطان وتطوره. تم العثور على نسبة أعلى من الإصابة بالسرطان في المرضى الذين يعانون من السمنة المفرطة والذين يعانون من مرض السكري من النوع 2. العديد من البروتينات التي تلعب دورًا في مسارات إشارات الأنسولين تشارك في تعزيز تكاثر الخلايا والانقسام ، وكذلك منع موت الخلايا المبرمج ، مما قد يزيد من خطر تكوين الورم والورم الخبيث [43].

على الرغم من التقدم الهائل الذي تم إحرازه في فهم إشارات الأنسولين ومستقبلات الأنسولين على مدى العقود الماضية ، لا يزال هناك الكثير مما يجب اكتشافه فيما يتعلق بكيفية تنظيم هذه الشبكات المعقدة للخلايا في كل من الحالات الطبيعية والمرضية.

المنتجات الموصى بها

نحن نقدم مجموعة واسعة من أدوات البحث التي تستخدم لدراسة مسار إشارات الأنسولين وتخزين الجلوكوز وامتصاص الجلوكوز وتخليق البروتين الدهني من خلال Ras و Akt و mTor و MAPK. أدرجنا أدناه بعضًا من أكثر الأجسام المضادة والمقايسات المناعية شيوعًا لدينا.


قسم الطب ، قسم الغدد الصماء والتمثيل الغذائي والتغذية ، كلية روتجرز-روبرت وود جونسون الطبية ، نيو برونزويك ، نيوجيرسي ، الولايات المتحدة الأمريكية

مركز ألبرت أينشتاين- ماونت سيناي لأبحاث مرض السكري ومعهد فلايشر لمرض السكري والتمثيل الغذائي ، كلية ألبرت أينشتاين للطب ، برونكس ، نيويورك ، الولايات المتحدة الأمريكية

قسم الطب وقسم الصيدلة الجزيئية ، كلية ألبرت أينشتاين للطب ، برونكس ، نيويورك ، الولايات المتحدة الأمريكية

قسم الطب ، قسم الغدد الصماء والتمثيل الغذائي والتغذية ، كلية روتجرز-روبرت وود جونسون الطبية ، نيو برونزويك ، نيوجيرسي ، الولايات المتحدة الأمريكية

مركز ألبرت أينشتاين- ماونت سيناي لأبحاث مرض السكري ومعهد فلايشر لمرض السكري والتمثيل الغذائي ، كلية ألبرت أينشتاين للطب ، برونكس ، نيويورك ، الولايات المتحدة الأمريكية

قسم الطب وقسم الصيدلة الجزيئية ، كلية ألبرت أينشتاين للطب ، برونكس ، نيويورك ، الولايات المتحدة الأمريكية

عالم أول فخري أستاذ فخري لعلم وظائف الأعضاء أستاذ فخري في الطب

المعاهد الوطنية للصحة ، بيثيسدا ، دكتوراه في الطب ، الولايات المتحدة الأمريكية

كلية الطب بجامعة تافتس ، بوسطن ، ماساتشوستس ، الولايات المتحدة الأمريكية

كلية ألبرت أينشتاين للطب ، برونكس ، نيويورك ، الولايات المتحدة الأمريكية

عالم فخري متميز في المعاهد الوطنية للصحة

قسم طب نقل الدم ، المعاهد الوطنية للصحة ، بيثيسدا ، دكتوراه في الطب ، الولايات المتحدة الأمريكية

أستاذ الطب الراية

قسم الطب الباطني ومركز الكبد ، كلية الطب بجامعة ييل ، نيو هافن ، كونيتيكت ، الولايات المتحدة الأمريكية

فنسنت أستور أستاذ الطب المتميز ، المدير المشارك الأول

قسم أمراض الجهاز الهضمي والكبد ، جوان وسانفورد I. قسم الطب ، كلية طب وايل كورنيل

مركز رعاية الجهاز الهضمي المتقدمة ، مستشفى نيويورك المشيخي ومركز وايل كورنيل الطبي ، نيويورك ، نيويورك ، الولايات المتحدة الأمريكية

أستاذ الطب المدير المساعد

بيولوجيا الخلية وعلم الأمراض ، كلية ألبرت أينشتاين للطب

مركز ماريون بيسين لأبحاث الكبد ، برونكس ، نيويورك ، الولايات المتحدة الأمريكية

مختبر التسرطن البشري ، مركز أبحاث السرطان ، المعهد الوطني للسرطان ، المعاهد الوطنية للصحة ، برونكس ، نيويورك ، الولايات المتحدة الأمريكية

كرسي هيرمان لوباتا في أبحاث أمراض الكبد أستاذ الطب والتشريح والبيولوجيا الهيكلية رئيس الطب المساعد لرئيس الأبحاث ، مدير قسم أمراض الكبد ، مركز ماريون بيسين لأبحاث الكبد

كلية ألبرت أينشتاين للطب ومركز مونتيفيوري الطبي ، برونكس ، نيويورك ، الولايات المتحدة الأمريكية

ملخص

يبدأ إرسال إشارات الأنسولين عن طريق تنشيط مستقبل الأنسولين (IR) من خلال الفسفرة الذاتية لبقايا التيروزين في الأشعة تحت الحمراء ، ثم العديد من جزيئات الإشارة بما في ذلك ركيزة الأشعة تحت الحمراء 1 و 2 ، وفوسفوينوسيتيد -3 كيناز (PI3K) و AKT / بروتين كيناز ب (PKB) تشارك في تعديل مسارات إشارات المصب. يركز هذا الفصل على دور PI3K و AKT / PKB في إشارات الأنسولين المتعلقة بالفيزيولوجيا المرضية في داء السكري من النوع 2 ومرض الكبد الدهني غير الكحولي وسرطان الكبد. لفهم الدور الفسيولوجي لجزيئات الإشارة في عمل الأنسولين واستتباب الجلوكوز ، يستعرض الفصل الخصائص الكيميائية الحيوية لحركات PI3K و AKT. يتم تنظيم إفراز الأنسولين والجلوكاجون بإحكام لتعديل تكوين السكر وتكوين الدهون في الخلايا الكبدية ، وينتج عن عدم تنظيم مسارات الإشارات القريبة للليغاندز فرط سكر الدم وفرط شحميات الدم في الأمراض الأيضية.


دور مسارات إشارات PI3K / AKT و cPLA2 و ERK1 / 2 في تنظيم الأنسولين لتكاثر خلايا العضلات الملساء الوعائية

تستجيب خلايا العضلات الملساء الوعائية (VSMCs) لإصابة جدار الشرايين عن طريق التكاثر الداخلي وتلعب دورًا رئيسيًا في تصلب الشرايين عن طريق التكاثر والهجرة بشكل مفرط استجابة للإصابة المتكررة ، مثل ارتفاع ضغط الدم وتصلب الشرايين. في المقابل ، تسمح VSMCs المتمايزة تمامًا والهادئة بتوسيع الأوعية الشريانية وتضيق الأوعية. يبدو أن الانتشار المبالغ فيه وغير المنضبط لـ VSMCs هو سمة مشتركة لكل من تصلب الشرايين وارتفاع ضغط الدم. تلعب تفاعلات الفسفرة / نزع الفسفرة للإنزيمات التي تنتمي إلى عائلة كينازات البروتين المنشط بالميتوجين (MAPKs) ، فوسفاتيديلينوسيتول 3-كيناز (PI3K) وبروتين كيناز ب (Akt) دورًا مهمًا في نقل إشارة الانقسام. لقد أظهرنا سابقًا أنه من بين كينازات البروتين المنظمة للإشارة خارج الخلية (ERKs) ، فإن الأشكال الإسوية 42 و 44 كيلو دالتون (ERK1 / 2) بالإضافة إلى Akt والفوسفوليباز الخلوي 2 (cPLA2) تشارك في آلية الانقسام الخلوي الناتجة عن العديد من منشطات VSMCs ، بما في ذلك الأنسولين (INS). تم إثبات قدرة INS على زيادة انتشار VSMCs بشكل كبير في العديد من الأنظمة ، ولكن فهم مسارات نقل الإشارة داخل الخلايا المعنية غير مكتمل. تظل مسارات نقل الإشارة المشاركة في تنظيم انتشار VSMCs بواسطة INS غير مفهومة جيدًا. وهكذا ، تدرس هذه المراجعة النتائج الأخيرة في آليات الإشارة المستخدمة من قبل INS في تعديل تنظيم تكاثر VSMCs مع التركيز بشكل خاص على مسارات إشارات PI3K / Akt و cPLA2 و ERK1 / 2 التي تم تحديدها على أنها وسطاء مهمون لتضخم VSMCs وأمراض الأوعية الدموية. هذه النتائج حاسمة لفهم دور INS في بيولوجيا الأوعية الدموية وفرط أنسولين الدم.


مراجع

Avruch ، J. نقل إشارة الأنسولين من خلال شلالات البروتين كينيز. مول. الخلية الحيوية. 182, 31–48 (1998).

Ullrich، A. & amp Schlessinger، J. تحويل الإشارة عن طريق المستقبلات مع نشاط التيروزين كيناز. زنزانة 61, 203–212 (1990).

Elchebly، M. et al. زيادة حساسية الأنسولين ومقاومة السمنة في الفئران التي تفتقر إلى جين البروتين التيروزين الفوسفاتيز -1 ب. علم 283, 1544–1548 (1999).

Ueki، K.، Kondo، T. & amp Kahn، C.R .. مثبط إشارات السيتوكين 1 (SOCS-1) و SOCS-3 يسببان مقاومة الأنسولين من خلال تثبيط فسفرة التيروزين لبروتينات ركيزة مستقبلات الأنسولين بآليات منفصلة. مول. خلية بيول. 24, 5434–5446 (2004).

Emanuelli ، B. وآخرون. يمنع SOCS-3 إشارات الأنسولين ويتم تنظيمه استجابةً لعامل نخر الورم α في الأنسجة الدهنية للفئران البدينة. J. بيول. تشيم. 276, 47944–47949 (2001).

فريدمان ، ج. إي وآخرون. انخفاض مستقبلات الأنسولين في الفئران السمنة التي تعاني من ارتفاع ضغط الدم تلقائيًا. أكون. J. Physiol. 273، E1014 – E1023 (1997).

صن ، إكس جيه وآخرون. يحدد هيكل ركيزة مستقبلات الأنسولين IRS-1 بروتينًا فريدًا لنقل الإشارات. طبيعة سجية 352, 73–77 (1991).

صن ، إكس جيه وآخرون. دور IRS-2 في إشارات الأنسولين والخلية. طبيعة سجية 377, 173–177 (1995).

Lavan، B. E.، Lane، W. S. & amp Lienhard، G.E. إن بروتين فسفوتيروزين 60 كيلو دالتون في الخلايا الشحمية المعالجة بالأنسولين هو عضو جديد في عائلة ركيزة مستقبلات الأنسولين. J. بيول. تشيم. 272, 11439–11443 (1997).

فانتين ، في.ر. وآخرون. توصيف ركيزة مستقبلات الأنسولين 4 في الكلية الجنينية البشرية 293 خلية. J. بيول. تشيم. 273, 10726–10732 (1998).

Cai، D.، Dhe-Paganon، S.، Melendez، P. A.، Lee، J. & amp Shoelson، S.E. ركيزتان جديدتان في إشارات الأنسولين ، IRS5 / DOK4 و IRS6 / DOK5. J. بيول. تشيم. 278, 25323–25330 (2003).

لير ، إس وآخرون. تحديد مواقع فسفرة التيروزين الرئيسية في ركيزة مستقبلات الأنسولين البشري Gab-1 بواسطة كيناز مستقبلات الأنسولين في المختبر. الكيمياء الحيوية 39, 10898–10907 (2000).

Baumann، C. A. et al. يحدد CAP مسار الإشارة الثاني المطلوب لنقل الجلوكوز المحفز بالأنسولين. طبيعة سجية 407, 202–207 (2000).

Gustafson، T. A.، He، W.، Craparo، A.، Schaub، C.D & amp O'Neill، T. J. مول. خلية بيول. 15, 2500–2508 (1995).

Virkamaki، A.، Ueki، K. & amp Kahn، C.R. تفاعل البروتين - البروتين في إشارات الأنسولين والآليات الجزيئية لمقاومة الأنسولين. J. كلين. استثمار. 103, 931–943 (1999).

مايرز ، إم جي جي آر وآخرون. تربط مواقع فسفرة التيروزين COOH-terminal على IRS-1 SHP-2 وتنظم سلبًا إشارات الأنسولين. J. بيول. تشيم. 273, 26908–26914 (1998).

Algenstaedt، P.، Antonetti، D.A، Yaffe، M.B & amp Kahn، C.R. تخلق بروتينات الركيزة لمستقبل الأنسولين رابطًا بين سلسلة فسفرة التيروزين و Ca2 + -ATPases في العضلات والقلب. J. بيول. تشيم. 272, 23696–23702 (1997).

Fei، Z.L، D'Ambrosio، C.، Li، S.، Surmacz، E. & amp Baserga، R. مول. خلية بيول. 15, 4232–4239 (1995).

Zick ، ​​Y. Ser / Thr فسفرة لبروتينات IRS: أساس جزيئي لمقاومة الأنسولين. علوم. STKE 2005، PE4 (2005).

Bouzakri، K. et al. انخفاض تنشيط فوسفاتيديلينوسيتول -3 كيناز وزيادة فسفرة سيرين 636 لركيزة مستقبلات الأنسولين -1 في الثقافة الأولية لخلايا العضلات الهيكلية من مرضى السكري من النوع 2. داء السكري 52, 1319–1325 (2003).

هارينجتون ، إل إس وآخرون. يتحكم مثبط الورم TSC1-2 في إشارات الأنسولين- PI3K عن طريق تنظيم بروتينات IRS. J. خلية بيول. 166, 213–223 (2004).

ميلر ، ب.س وآخرون. تفعيل cJun NH2-terminal kinase / بروتين كيناز المنشط بالإجهاد بواسطة الأنسولين. الكيمياء الحيوية 35, 8769–8775 (1996).

كاي ، د. وآخرون. مقاومة الأنسولين الموضعية والجهازية الناتجة عن التنشيط الكبدي لـ IKK-و NF-B. نيتشر ميد. 11, 183–190 (2005).

هيروسومي ، جيه وآخرون. دور مركزي لـ JNK في السمنة ومقاومة الأنسولين. طبيعة سجية 420, 333–336 (2002).

Aguirre، V.، Uchida، T.، Yenush، L.، Davis، R. & amp White، MF إن c-Jun NH (2) - كيناز الطرفية يعزز مقاومة الأنسولين أثناء الارتباط مع ركيزة مستقبل الأنسولين -1 وفسفرة Ser ( 307). J. بيول. تشيم. 275, 9047–9054 (2000). ورقة مهمة أثبتت العلاقة بين الفسفرة Ser307 و JNK ومقاومة الأنسولين.

يتفاعل Craparo، A.، Freund، R. & amp Gustafson، T.A 14-3-3 (ε) مع عامل النمو الشبيه بالأنسولين الأول ومستقبل الأنسولين I بطريقة تعتمد على الفوسفوسرين. J. بيول. تشيم. 272, 11663–11669 (1997).

بارد شابو ، إي إيه وآخرون. يؤدي حذف Gab1 في الكبد إلى تعزيز تحمل الجلوكوز وتحسين عمل الأنسولين الكبدي. نيتشر ميد. 11, 567–571 (2005).

هيراشيما ، واي وآخرون. الأنسولين ينظم تعبير الركيزة 2 لمستقبل الأنسولين من خلال مسار phosphatidylinositol 3-kinase / Akt. J. إندوكرينول. 179, 253–266 (2003).

Rui ، L. ، Yuan ، M. ، Frantz ، D. ، Shoelson ، S. & amp White ، M. F. J. بيول. تشيم. 277, 42394–42398 (2002).

شيمومورا ، آي وآخرون. يؤدي انخفاض IRS-2 وزيادة SREBP-1c إلى مقاومة الأنسولين المختلطة والحساسية في كبد الحثل الشحمي والفئران السمعية / السمعية. مول. زنزانة 6, 77–86 (2000).

سيستي ، جي وآخرون. عيوب نظام ركيزة مستقبلات الأنسولين (IRS) في اضطرابات التمثيل الغذائي للإنسان. FASEB J. 15, 2099–2111 (2001).

أراكي ، إي وآخرون. مسار بديل لإشارات الأنسولين في الاضطراب المستهدف لجين IRS-1. طبيعة سجية 372, 186–190 (1994).

كوبوتا ، ن. وآخرون. تلعب ركيزة مستقبلات الأنسولين 2 دورًا مهمًا في الخلايا والمهاد. J. كلين. استثمار. 114, 917–927 (2004).

ويذرز ، دي جي وآخرون. يتسبب اضطراب IRS-2 في الإصابة بمرض السكري من النوع 2 لدى الفئران. طبيعة سجية 391, 900–904 (1998).

تسنغ ، واي إتش وآخرون. يكشف التنبؤ بتمايز الخلايا الأولية عن طريق التعبير الجيني عن دور ركائز مستقبلات الأنسولين و necdin. خلية الطبيعة بيول. 7, 601–611 (2005).

ميكي وآخرون. الدور الأساسي لركيزة مستقبلات الأنسولين 1 (IRS-1) و IRS-2 في تمايز الخلايا الشحمية. مول. خلية بيول. 21, 2521–2532 (2001).

Huang، C.، Thirone، A.C، Huang، X. & amp Klip، A. المساهمة التفاضلية لركائز مستقبلات الأنسولين 1 مقابل 2 في إشارات الأنسولين وامتصاص الجلوكوز في l6 myotubes. J. بيول. تشيم. 280, 19426–19435 (2005).

تانيجوتشي ، C.M ، Ueki ، K. & amp Kahn ، R. الأدوار التكميلية لـ IRS-1 و IRS-2 في التنظيم الكبدي لعملية التمثيل الغذائي. J. كلين. استثمار. 115, 718–727 (2005).

صن ، إكس جيه وآخرون. يشفر الجين IRS-2 الموجود على كروموسوم الفئران 8 محول إشارات فريدًا لعمل الأنسولين والسيتوكين. مول. إندوكرينول. 11, 251–262 (1997).

ميورا ، إيه وآخرون. ركائز الأنسولين 1 و 2 أساسية لتنشيط البروتين غير النمطي كيناز C و phosphatidylinositol 3-kinase المعتمد على Cbl أثناء عمل الأنسولين في الخلايا الشحمية البنية الخالدة. الكيمياء الحيوية 43, 15503–15509 (2004).

Tsuruzoe، K.، Emkey، R.، Kriauciunas، K.M، Ueki، K. & amp Kahn، C.R. مول. خلية بيول. 21, 26–38 (2001).

Inoue ، G. ، Cheatham ، B. ، Emkey ، R. & amp Kahn ، C.R. ديناميات إشارات الأنسولين في الخلايا الشحمية 3T3-L1. التقسيم التفاضلي والاتجار في ركيزة مستقبلات الأنسولين (IRS) -1 و IRS-2. J. بيول. تشيم. 273, 11548–11555 (1998).

Ogihara، T. et al. يتم إزالة الفسفرة من ركيزة مستقبلات الأنسولين (IRS) -2 بسرعة أكبر من IRS-1 من خلال ارتباطها بـ phosphatidylinositol 3-kinase في خلايا العضلات الهيكلية. J. بيول. تشيم. 272, 12868–12873 (1997).

Sawka-Verhelle، D.، Tartare-Deckert، S.، White، MF & amp Van Obberghen، E. ترتبط ركيزة مستقبل الأنسولين -2 بمستقبلات الأنسولين من خلال مجال ارتباط الفوسفوتيروزين الخاص بها ومن خلال مجال محدد حديثًا يشتمل على الأحماض الأمينية 591– 786. J. بيول. تشيم. 271, 5980–5983 (1996).

مايرز ، إم جي جي آر وآخرون. ينشط IRS-1 فوسفاتيديلينوسيتول 3′-كيناز من خلال ربطه بمجالات src homology 2 من p85. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 89, 10350–10354 (1992).

تشيتهام ، ب. وآخرون. مطلوب تنشيط Phosphatidylinositol 3-kinase لتحفيز الأنسولين لـ pp70 S6 كيناز ، وتخليق الحمض النووي ، وانتقال ناقل الجلوكوز. مول. خلية بيول. 14, 4902–4911 (1994).

أليسي ، دي آر وآخرون. توصيف بروتين كيناز يعتمد على 3-فوسفوينوزيتيد والذي يقوم بفوسفوريلات وينشط بروتين كيناز Bα. بالعملة. بيول. 7, 261–269 (1997). يصف اكتشاف PDK1.

لو جود ، جيه إيه وآخرون. الأنماط المتماثلة للبروتين كيناز C التي يتم التحكم فيها بواسطة فوسفوينوزيتيد 3-كيناز من خلال بروتين كيناز PDK1. علم 281, 2042–2045 (1998).

Sarbassov ، D. D. ، Guertin ، D. A. ، علي ، S. M. & amp Sabatini ، D. M. الفسفرة وتنظيم Akt / PKB بواسطة مجمع rictor-mTOR. علم 307, 1098–1101 (2005).

Maehama، T. & amp Dixon، J. E. PTEN: مثبط للورم يعمل بمثابة فوسفاتيز فسفوليبيد. اتجاهات خلية بيول. 9, 125–128 (1999).

Wijesekara، N. et al. يحمي حذف Pten الخاص بالعضلات من مقاومة الأنسولين ومرض السكري. مول. خلية بيول. 25, 1135–1145 (2005).

Tang، X.، Powelka، A. M.، Soriano، N. A.، Czech، M. P. & amp Guilherme، A. PTEN ، ولكن ليس SHIP2 ، يمنع إشارات الأنسولين عبر مسار phosphatidylinositol 3-kinase / Akt في الخلايا الدهنية 3T3-L1. J. بيول. تشيم. 280, 22523–22529 (2005).

سليمان ، إم دبليو وآخرون. يمنح غياب الفوسفاتيز الدهني SHIP2 مقاومة للسمنة الغذائية. نيتشر ميد. 11, 199–205 (2005).

Shepherd ، P. R. ، Withers ، D.J & amp Siddle ، K. Phosphoinositide 3-kinase: آلية التبديل الرئيسية في إشارات الأنسولين. بيوتشيم. ج. 333, 471–490 (1998).

Yu ، J. et al. تنظيم p85 / p110 phosphatidylinositol 3′-kinase: تثبيت وتثبيط الوحدة الفرعية الحفزية p110α بواسطة الوحدة الفرعية التنظيمية p85. مول. خلية بيول. 18, 1379–1387 (1998). ساعد في تحديد العلاقات الجزيئية والوظيفية بين الوحدات الفرعية التنظيمية والحفازة لـ PI3K.

أسانو ، تي وآخرون. يتم تنظيم p110β أثناء تمايز خلايا 3T3-L1 ويساهم في نشاط نقل الجلوكوز عالي الاستجابة للأنسولين. J. بيول. تشيم. 275, 17671–17676 (2000).

Tanti ، J.F ، Gremeaux ، T. ، Van Obberghen ، E. & amp Le Marchand-Brustel ، Y. يتم فسفرة ركيزة مستقبل الأنسولين 1 بواسطة نشاط سيرين كيناز من فوسفاتيديلينوسيتول 3-كيناز. بيوتشيم. ج. 304, 17–21 (1994).

Tanti، J.F، Gremeaux، T.، van Obberghen، E. & amp Le Marchand-Brustel، Y. Serine / threonine phosphorylation of insulin receptor subcenter 1 ينظم إشارات مستقبلات الأنسولين. J. بيول. تشيم. 269, 6051–6057 (1994).

أنتونيتي ، D. A. ، Algenstaedt ، P. & amp Kahn ، C.R. تربط ركيزة مستقبل الأنسولين 1 نوعين جديدين من المتغيرات الوراثية للوحدة الفرعية التنظيمية للفوسفاتيديلينوسيتول 3-كيناز في العضلات والدماغ. مول. خلية بيول. 16, 2195–2203 (1996).

يوكي ، ك وآخرون. Increased insulin sensitivity in mice lacking p85β subunit of phosphoinositide 3-kinase. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 99, 419–424 (2002).

Terauchi, Y. et al. Increased insulin sensitivity and hypoglycaemia in mice lacking the p85 α subunit of phosphoinositide 3-kinase. طبيعة الجينات. 21, 230–235 (1999). The first description of the paradoxical negative regulation of insulin signalling by the regulatory subunit p85α.

Chen, D. et al. p50α/p55α phosphoinositide 3-kinase knockout mice exhibit enhanced insulin sensitivity. مول. خلية بيول. 24, 320–329 (2004).

Fruman, D. A. et al. Hypoglycaemia, liver necrosis and perinatal death in mice lacking all isoforms of phosphoinositide 3-kinase p85 α. طبيعة الجينات. 26, 379–382 (2000).

Mauvais-Jarvis, F. et al. Reduced expression of the murine p85α subunit of phosphoinositide 3-kinase improves insulin signaling and ameliorates diabetes. J. كلين. استثمار. 109, 141–149 (2002).

Barbour, L. A. et al. Human placental growth hormone increases expression of the p85 regulatory unit of phosphatidylinositol 3-kinase and triggers severe insulin resistance in skeletal muscle. طب الغدد الصماء 145, 1144–1150 (2004). Shows that the physiologic upregulation of p85α في الجسم الحي induces insulin resistance.

Bandyopadhyay, G. K., Yu, J. G., Ofrecio, J. & Olefsky, J. M. Increased p85/55/50 expression and decreased phosphatidylinositol 3-kinase activity in insulin-resistant human skeletal muscle. داء السكري 54, 2351–2359 (2005).

Ueki, K., Algenstaedt, P., Mauvais-Jarvis, F. & Kahn, C. R. Positive and negative regulation of phosphoinositide 3-kinase-dependent signaling pathways by three different gene products of the p85α regulatory subunit. مول. خلية بيول. 20, 8035–8046 (2000).

Luo, J., Field, S. J., Lee, J. Y., Engelman, J. A. & Cantley, L. C. The p85 regulatory subunit of phosphoinositide 3-kinase down-regulates IRS-1 signaling via the formation of a sequestration complex. J. Cell Biol. 170, 455–464 (2005).

Ueki, K. et al. Positive and negative roles of p85 α and p85 β regulatory subunits of phosphoinositide 3-kinase in insulin signaling. J. بيول. تشيم. 278, 48453–48466 (2003). The first published connection between the p85α regulatory subunit and JNK activation.

Carpenter, C. L. & Cantley, L. C. Phosphoinositide kinases. Curr. رأي. خلية بيول. 8, 153–158 (1996).

Fang, D. & Liu, Y. C. Proteolysis-independent regulation of PI3K by Cbl-b-mediated ubiquitination in T cells. Nature Immunol. 2, 870–875 (2001).

Zheng, Y., Bagrodia, S. & Cerione, R. A. Activation of phosphoinositide 3-kinase activity by Cdc42Hs binding to p85. J. بيول. تشيم. 269, 18727–18730 (1994).

Cross, D. A., Alessi, D. R., Cohen, P., Andjelkovich, M. & Hemmings, B. A. Inhibition of glycogen synthase kinase-3 by insulin mediated by protein kinase B. طبيعة سجية 378, 785–789 (1995).

Frame, S. & Cohen, P. GSK3 takes centre stage more than 20 years after its discovery. بيوتشيم. ج. 359, 1–16 (2001).

Sano, H. et al. Insulin-stimulated phosphorylation of a Rab GTPase-activating protein regulates GLUT4 translocation. J. بيول. تشيم. 278, 14599–14602 (2003).

Harris, T. E. & Lawrence, J. C. Jr. TOR signaling. علوم. STKE 2003, RE15 (2003).

Tran, H., Brunet, A., Griffith, E. C. & Greenberg, M. E. The many forks in FOXO's road. علوم. STKE 2003, RE5 (2003).

Puigserver, P. et al. Insulin-regulated hepatic gluconeogenesis through FOXO1–PGC-1α interaction. طبيعة سجية 423, 550–555 (2003).

Nakae, J. et al. The forkhead transcription factor Foxo1 regulates adipocyte differentiation. ديف. زنزانة 4, 119–129 (2003).

Wolfrum, C., Asilmaz, E., Luca, E., Friedman, J. M. & Stoffel, M. Foxa2 regulates lipid metabolism and ketogenesis in the liver during fasting and in diabetes. طبيعة سجية 432, 1027–1032 (2004).

Brazil, D. P., Yang, Z. Z. & Hemmings, B. A. Advances in protein kinase B signalling: AKTion on multiple fronts. اتجاهات Biochem. علوم. 29, 233–242 (2004).

Gao, T., Furnari, F. & Newton, A. C. PHLPP: a phosphatase that directly dephosphorylates Akt, promotes apoptosis, and suppresses tumor growth. مول. زنزانة 18, 13–24 (2005).

Du, K., Herzig, S., Kulkarni, R. N. & Montminy, M. TRB3: a tribbles homolog that inhibits Akt/PKB activation by insulin in liver. علم 300, 1574–1577 (2003).

Koo, S. H. et al. PGC-1 promotes insulin resistance in liver through PPAR-α-dependent induction of TRB-3. نيتشر ميد. 10, 530–534 (2004).

Chen, W. S. et al. Growth retardation and increased apoptosis in mice with homozygous disruption of the Akt1 gene. تطوير الجينات. 15, 2203–2208 (2001).

Cho, H., Thorvaldsen, J. L., Chu, Q., Feng, F. & Birnbaum, M. J. Akt1/PKBα is required for normal growth but dispensable for maintenance of glucose homeostasis in mice. J. بيول. تشيم. 276, 38349–38352 (2001).

Cho, H. et al. Insulin resistance and a diabetes mellitus-like syndrome in mice lacking the protein kinase Akt2 (PKBβ). علم 292, 1728–1731 (2001).

George, S. et al. A family with severe insulin resistance and diabetes due to a mutation in AKT2. علم 304, 1325–1328 (2004).

Tschopp, O. et al. Essential role of protein kinase B γ (PKB γ/Akt3) in postnatal brain development but not in glucose homeostasis. تطوير 132, 2943–2954 (2005).

Chan, T. O., Rittenhouse, S. E. & Tsichlis, P. N. AKT/PKB and other D3 phosphoinositide-regulated kinases: kinase activation by phosphoinositide-dependent phosphorylation. Annu. القس Biochem. 68, 965–1014 (1999).

Bae, S. S., Cho, H., Mu, J. & Birnbaum, M. J. Isoform-specific regulation of insulin-dependent glucose uptake by Akt/protein kinase B. J. بيول. تشيم. 278, 49530–49536 (2003).

Jiang, Z. Y. et al. Insulin signaling through Akt/protein kinase B analyzed by small interfering RNA-mediated gene silencing. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 100, 7569–7574 (2003).

Calera, M. R. et al. Insulin increases the association of Akt-2 with Glut4-containing vesicles. J. بيول. تشيم. 273, 7201–7204 (1998).

Yamada, E. et al. Akt2 phosphorylates Synip to regulate docking and fusion of GLUT4-containing vesicles. J. Cell Biol. 168, 921–928 (2005).

Masure, S. et al. Molecular cloning, expression and characterization of the human serine/threonine kinase Akt-3. يورو. J. Biochem. 265, 353–360 (1999).

Standaert, M. L., Bandyopadhyay, G., Kanoh, Y., Sajan, M. P. & Farese, R. V. Insulin and PIP3 activate PKC-ζ by mechanisms that are both dependent and independent of phosphorylation of activation loop (T410) and autophosphorylation (T560) sites. الكيمياء الحيوية 40, 249–255 (2001).

Farese, R. V. Function and dysfunction of aPKC isoforms for glucose transport in insulin-sensitive and insulin-resistant states. أكون. J. Physiol. إندوكرينول. متعب. 283, E1–E11 (2002).

Farese, R. V., Sajan, M. P. & Standaert, M. L. Atypical protein kinase C in insulin action and insulin resistance. بيوتشيم. شركة Trans. 33, 350–353 (2005).

Pouyssegur, J., Volmat, V. & Lenormand, P. Fidelity and spatio-temporal control in MAP kinase (ERKs) signalling. بيوتشيم. فارماكول. 64, 755–763 (2002).

Pages, G. et al. Defective thymocyte maturation in p44 MAP kinase (Erk 1) knockout mice. علم 286, 1374–1377 (1999).

Bost, F. et al. The extracellular signal-regulated kinase isoform ERK1 is specifically required for في المختبر و في الجسم الحي adipogenesis. داء السكري 54, 402–411 (2005).

Hancock, J. F. & Parton, R. G. Ras plasma membrane signalling platforms. بيوتشيم. ج. 389, 1–11 (2005).

Rodriguez-Viciana, P. et al. Phosphatidylinositol-3-OH kinase as a direct target of Ras. طبيعة سجية 370, 527–532 (1994).

Wellbrock, C., Karasarides, M. & Marais, R. The RAF proteins take centre stage. القس الطبيعة مول. خلية بيول. 5, 875–885 (2004).

Matos, P. et al. Small GTPase Rac1: structure, localization, and expression of the human gene. بيوتشيم. بيوفيز. الدقة. كومون. 277, 741–751 (2000).

Marks, P. W. & Kwiatkowski, D. J. Genomic organization and chromosomal location of murine Cdc42. علم الجينوم 38, 13–18 (1996).

Marcusohn, J., Isakoff, S. J., Rose, E., Symons, M. & Skolnik, E. Y. The GTP-binding protein Rac does not couple PI 3-kinase to insulin-stimulated glucose transport in adipocytes. Curr. بيول. 5, 1296–1302 (1995).

Usui, I., Imamura, T., Huang, J., Satoh, H. & Olefsky, J. M. Cdc42 is a Rho GTPase family member that can mediate insulin signaling to glucose transport in 3T3-L1 adipocytes. J. بيول. تشيم. 278, 13765–13774 (2003).

Ip, Y. T. & Davis, R. J. Signal transduction by the c-Jun N-terminal kinase (JNK) — from inflammation to development. Curr. رأي. خلية بيول. 10, 205–219 (1998).

Zarubin, T. & Han, J. Activation and signaling of the p38 MAP kinase pathway. دقة الخلية. 15, 11–18 (2005).

Furtado, L. M., Somwar, R., Sweeney, G., Niu, W. & Klip, A. Activation of the glucose transporter GLUT4 by insulin. بيوتشيم. خلية بيول. 80, 569–578 (2002).

Carlson, C. J., Koterski, S., Sciotti, R. J., Poccard, G. B. & Rondinone, C. M. Enhanced basal activation of mitogen-activated protein kinases in adipocytes from type 2 diabetes: potential role of p38 in the downregulation of GLUT4 expression. داء السكري 52, 634–641 (2003).

Chiang, S. H. et al. TCGAP, a multidomain Rho GTPase-activating protein involved in insulin-stimulated glucose transport. EMBO J. 22, 2679–2691 (2003).

Thien, C. B. & Langdon, W. Y. Cbl: many adaptations to regulate protein tyrosine kinases. القس الطبيعة مول. خلية بيول. 2, 294–307 (2001).

Molero, J. C. et al. c-Cbl-deficient mice have reduced adiposity, higher energy expenditure, and improved peripheral insulin action. J. كلين. استثمار. 114, 1326–1333 (2004).

Zhou, Q. L. et al. Analysis of insulin signalling by RNAi-based gene silencing. بيوتشيم. شركة Trans. 32, 817–821 (2004).

Stegmeier, F., Hu, G., Rickles, R. J., Hannon, G. J. & Elledge, S. J. A lentiviral microRNA-based system for single-copy polymerase II-regulated RNA interference in mammalian cells. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 102, 13212–13217 (2005).

Shinagawa, T. & Ishii, S. Generation of Ski-knockdown mice by expressing a long double-strand RNA from an RNA polymerase II promoter. تطوير الجينات. 17, 1340–1345 (2003).

Ding, S. et al. Efficient transposition of the piggyBac (PB) transposon in mammalian cells and mice. زنزانة 122, 473–483 (2005).

Becker, A. B. & Roth, R. A. Insulin receptor structure and function in normal and pathological conditions. Annu. Rev. Med. 41, 99–115 (1990).

Goren, H. J., White, M. F. & Kahn, C. R. Separate domains of the insulin receptor contain sites of autophosphorylation and tyrosine kinase activity. الكيمياء الحيوية 26, 2374–2382 (1987).

Sesti, G. et al. Tissue-specific expression of two alternatively spliced isoforms of the human insulin receptor protein. Acta Diabetol. 31, 59–65 (1994).

Yamaguchi, Y. et al. Functional properties of two naturally occurring isoforms of the human insulin receptor in Chinese hamster ovary cells. طب الغدد الصماء 129, 2058–2066 (1991).

Leibiger, B. et al. Selective insulin signaling through A and B insulin receptors regulates transcription of insulin and glucokinase genes in pancreatic β cells. مول. زنزانة 7, 559–570 (2001).

Bhalla, U. S. & Iyengar, R. Emergent properties of networks of biological signaling pathways. علم 283, 381–387 (1999).


It is often the case that occupied receptors activate protein kinases, which activate other protein kinases, which activate yet other protein kinases to produce phospho-proteins which may act as transcription factors. An example is the mitogen activated protein kinase (MAPK system). A mitogen is an external chemical signal that causes mitosis or cell division. Activated of transcription factors by their phosphorylation through a mitogen activated kinase is required. The sequence of events is:

binding of external signal to membrane receptor and activation of receptor kinase

phosphorylation of receptor kinase and interaction with an activator GTP binding protein like ras

binding of activated G-protein to and activation of a mitogen activated protein kinase kinase kinase (MAPKKK)

MKKK phosphorylates and activates another kinase, MAPKK

MKK phosphorylates and activates mitogen activated protein kinase, MAPK

MAPK phosphorylates inactive transcription factors (or other proteins) and activates them. Unfortunately (from a naming point of view) when the activated proteins are themselves protein kinase, they are called mitogen activated protein kinase activated protein kinases (MAPKAPK)

There are seven types of MAPKs, four conventional and three atypical. Four typical ones are described in the table below.

Activator GTP binding protein Ras:GTP
MAPKKK or MAPK3 Raf-1A/B
c-Mos
MEKK1-4
DLK
MLK2
MEKK1-4
DLK
MLK2
MEKK2/3
Tpl-2
MAPKK or MAPK2 MEK1,2 MEK4,7 MEK3,6 MEK5
MAPK or MAK ERK1,2 JNK1-3 p38 ERK5
MAPKAPK
RSK 1-4
MNK2
MSK 1,2
MK2,3 MSK1,2
MK2,3
RSK1-4
An eventual
Protein Target
c-Jun c-Jun

The Enzymes

Dudley W. Lamming , David M. Sabatini , in The Enzymes , 2010

VI The Regulation of mTOR Signaling by Insulin and PRAS40

Insulin signaling via mTORC1 is positively stimulated by the GTP-binding protein Rheb, which is itself negatively regulated by the action of the tuberous sclerosis tumor suppressor proteins TSC1/TSC2 [ 26 ]. TSC2 is a GTPase-activating protein, and the loss or mutation of TSC2 results in the constitutive loading of Rheb with GTP and the constitutive activation of mTORC1 signaling. The TSC1/2 complex serves as a signal-integration hub for a variety of nutrient-related signaling to mTORC1. Energy deprivation by AMPK, MAPK signaling, Wnt signaling, and hypoxia all regulate mTORC1 signaling via the regulation of TSC1/2 and Rheb [ 27–29 ]. AMPK also regulates mTOR signaling by directly phosphorylating Raptor and inhibiting its binding to mTOR [ 30 ].

TSC1/2 is also regulated by Akt, and as mentioned above the activity of Akt is itself regulated by mTORC2 [ 13, 23 ]. Inhibition of mTORC1 signaling by rapamycin leads to the stabilization of the interaction between IRS1 and the insulin receptor due to a feedback-loop mediated via S6K1 [ 31, 32 ] which in many cell types leads to increased signaling through mTORC2, and as mentioned above the phosphorylation of Ser473 on Akt and its activation [ 13, 32 ]. Akt then acts at three levels to regulate mTORC1 activity. First, it directly phosphorylates TSC2, disrupting the formation of a TSC1/2 complex and thus positively regulating mTORC1 activity [ 33 ]. Secondly, it again potentiates mTORC1 activity by phosphorylating and inhibiting the mTORC1-inhibitor PRAS40 [ 20 ]. Figure 2.2 provides a simplified diagram of the signaling between mTORC1, mTORC2, Akt, and TSC2. Finally, activated Akt stabilizes the surface expression of nutrient transporters, including Glut1 and amino acid transporters, which in turn promotes the uptake of nutrients and activates mTOR signaling [ 34 ].

The role of PRAS40 in the regulation of mTORC1 signaling was, much like many of the other core components of mTORC1, discovered at approximately the same time by different teams of researchers. A mass-spectrometry-based approach was used to examine mTOR immunoprecipitates [ 20, 21 ]. The team of Vander Haar وآخرون. then used a direct approach to discover additional proteins bound to mTOR, while Sancak وآخرون. discovered PRAS40 as a consequence of the development of an في المختبر kinase assay for mTORC1. They found that mTORC1 immunoprecipitated from either insulin-stimulated or serum-starved cells was equally active, leading to the hypothesis that perhaps an additional factor that conferred insulin sensitivity was being lost during the purification process. They discovered that washing with low-salt buffers during the immunoprecipitation enabled them to recover complexes that had an insulin-induced activity difference, and subsequently identified the Akt-substrate PRAS40 as a salt-sensitive factor that inhibits mTORC1 during insulin deprivation [ 20 ]. While PRAS40 is an mTORC1 inhibitor, its action can be overcome في المختبر by Rheb loaded with GTP, demonstrating that this is likely how insulin signaling to mTORC1 overcomes the effect of PRAS40 في الجسم الحي. While mTOR signaling is highly conserved, PRAS40 appears to be a more recent evolutionary development, as it is not found in yeast. ومع ذلك ، أ ذبابة الفاكهة homologue of PRAS40, Lobe, also functions as an mTORC1 inhibitor, demonstrating that this protein has been an important mTORC1 regulator for a substantial period of evolutionary time [ 20 ].

Subsequent work shed additional light on how PRAS40 functions and its potential clinical relevance. PRAS40 is now believed to function as a director inhibitor of substrate binding to Raptor and may itself also be an mTOR substrate [ 35–37 ]. PRAS40 has been identified as a target of Akt3 activity during malignant melanomas, and phosphorylated PRAS40 is believed to protect cancer cells from apoptosis [ 38 ]. However, this same property of PRAS40 may be beneficial in some contexts, and transfection of PRAS40 protects motor neurons from death in a mouse model of spinal cord injury [ 39 ].


Rapid activation of protein kinase B/Akt has a key role in antiapoptotic signaling during liver regeneration

Liver regeneration is controlled by multiple signaling pathways induced by a variety of growth factors, hormones, and cytokines. Here we report that protein kinase B (PKB)/Akt, part of a key cell survival signaling pathway, is markedly activated after partial hepatectomy (PHX). The antiapoptotic protein Bad, a downstream target of PKB/Akt, is also phosphorylated. This cascade can be activated by various factors in primary hepatocytes, with the strongest activation by insulin and the alpha1-adrenergic agonist phenylephrine (PE), followed by IL-6, epidermal growth factor (EGF), and hepatocyte growth factor (HGF). Pretreatment of cells with the specific PI3 kinase inhibitor LY294002 abolished insulin- or PE-activation of PKB/Akt, suggesting that activation of PKB/Akt is mediated by a PI3 kinase-dependent mechanism. In vivo administration of PE, insulin, IL-6, HGF, or EGF to mice markedly stimulated PKB/Akt in the liver, with the strongest stimulation induced by insulin and PE. Moreover, HGF and insulin were able to attenuate transforming growth factor beta-induced apoptosis in hepatic cells, and these effects were antagonized by LY294002. Taken together, these findings suggest that rapid activation of PKB/Akt is a key antiapoptotic signaling pathway involved in liver regeneration.


Role of PI3K/AKT, cPLA2 and ERK1/2 Signaling Pathways in Insulin Regulation of Vascular Smooth Muscle Cells Proliferation

Author(s): Esma R. Isenovic, Mamdouh H. Kedees, Snezana Tepavcevic, Tijana Milosavljevic, Goran Koricanac, Andreja Trpkovic, Pierre Marche INSERM UMR 956, Faculte de Medecine Pitie-Salpetriere, 91 Bd l'Hopital, 75634 Paris Cedex 13, France., France

Affiliation:

Journal Name: Cardiovascular & Hematological Disorders-Drug Targets
Formerly Current Drug Targets - Cardiovascular & Hematological Disorders

Volume 9 , Issue 3 , 2009




الملخص:

Vascular smooth muscle cells (VSMCs) respond to arterial wall injury by intimal proliferation and play a key role in atherogenesis by proliferating and migrating excessively in response to repeated injury, such as hypertension and atherosclerosis. In contrast, fully differentiated, quiescent VSMCs allow arterial vasodilatation and vasoconstriction. Exaggerated and uncontrolled VSMCs proliferation appears therefore to be a common feature of both atherosclerosis and hypertension. Phosphorylation/dephosphorylation reactions of enzymes belonging to the family of mitogen-activated protein kinases (MAPKs), phosphatidylinositol 3-kinase (PI3K) and protein kinase B (Akt) play an important role in the transduction of mitogenic signal. We have previously shown that among extracellular signal-regulated protein kinases (ERKs), the 42 and 44 kDa isoforms (ERK1/2) as well as Akt and cytosolic phospholipase 2 (cPLA2) participate in the cellular mitogenic machinery triggered by several VSMCs activators, including insulin (INS). The ability of INS to significantly increase VSMCs proliferation has been demonstrated in several systems, but understanding of the intracellular signal transduction pathways involved is incomplete. Signal transduction pathways involved in regulation of the VSMCs proliferation by INS remains poorly understood. Thus, this review examines recent findings in signaling mechanisms employed by INS in modulating the regulation of proliferation of VSMCs with particular emphasis on PI3K/Akt, cPLA2 and ERK1/2 signaling pathways that have been identified as important mediators of VSMCs hypertrophy and vascular diseases. These findings are critical for understanding the role of INS in vascular biology and hyperinsulinemia.

Cardiovascular & Hematological Disorders-Drug Targets

عنوان: Role of PI3K/AKT, cPLA2 and ERK1/2 Signaling Pathways in Insulin Regulation of Vascular Smooth Muscle Cells Proliferation

VOLUME: 9 ISSUE: 3

Author(s):Esma R. Isenovic, Mamdouh H. Kedees, Snezana Tepavcevic, Tijana Milosavljevic, Goran Koricanac, Andreja Trpkovic and Pierre Marche

Affiliation:INSERM UMR 956, Faculte de Medecine Pitie-Salpetriere, 91 Bd l'Hopital, 75634 Paris Cedex 13, France.

الملخص: Vascular smooth muscle cells (VSMCs) respond to arterial wall injury by intimal proliferation and play a key role in atherogenesis by proliferating and migrating excessively in response to repeated injury, such as hypertension and atherosclerosis. In contrast, fully differentiated, quiescent VSMCs allow arterial vasodilatation and vasoconstriction. Exaggerated and uncontrolled VSMCs proliferation appears therefore to be a common feature of both atherosclerosis and hypertension. Phosphorylation/dephosphorylation reactions of enzymes belonging to the family of mitogen-activated protein kinases (MAPKs), phosphatidylinositol 3-kinase (PI3K) and protein kinase B (Akt) play an important role in the transduction of mitogenic signal. We have previously shown that among extracellular signal-regulated protein kinases (ERKs), the 42 and 44 kDa isoforms (ERK1/2) as well as Akt and cytosolic phospholipase 2 (cPLA2) participate in the cellular mitogenic machinery triggered by several VSMCs activators, including insulin (INS). The ability of INS to significantly increase VSMCs proliferation has been demonstrated in several systems, but understanding of the intracellular signal transduction pathways involved is incomplete. Signal transduction pathways involved in regulation of the VSMCs proliferation by INS remains poorly understood. Thus, this review examines recent findings in signaling mechanisms employed by INS in modulating the regulation of proliferation of VSMCs with particular emphasis on PI3K/Akt, cPLA2 and ERK1/2 signaling pathways that have been identified as important mediators of VSMCs hypertrophy and vascular diseases. These findings are critical for understanding the role of INS in vascular biology and hyperinsulinemia.


شاهد الفيديو: آلية عمل الانسلين في الخلية Insulin signal transduction pathway (أغسطس 2022).