معلومة

كيف تؤثر درجة الحرارة على معدل تحلل البروتين؟

كيف تؤثر درجة الحرارة على معدل تحلل البروتين؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

لأغراض النمذجة الحاسوبية ، أبحث عن بعض القياسات الكمية المرجعية لتأثير (تأثيرات) درجة الحرارة على التفاعلات الكيميائية الحيوية.

سؤال

سؤالي على وجه الخصوص هو:

كيف تؤثر درجة الحرارة على معدل تحلل البروتين؟

تقليص نطاق سؤالي

قد يكون سؤالي واسعًا جدًا بمعنى أنه قد يكون هناك تباين كبير جدًا في كيفية استجابة البروتينات المختلفة لدرجة الحرارة من أجل رسم الاتجاه العام. إذا كان الأمر كذلك ، فقد يقوم شخص ما على استعداد للإجابة بتقليل السؤال إلى عامل النسخ ، إلى عامل النسخ العام (GTF) أو حتى إلى TFIIA.


أنا لا أبحث عن ...

أنا لا أبحث عن تفسير نظري لكيفية تأثير درجة الحرارة على هذه العملية (لدي فهم أساسي لأهمية طاقة التنشيط كما هو موضح في توزيع ماكسويل بولتزمان ومعادلة ميكايليس مينتين).

أنا أبحث عن…

أنا أبحث عن وظيفة يمكنني توصيلها بخوارزمياتي لدمج تأثير درجات الحرارة المختلفة على العملية التي أريد محاكاتها. أريد محاكاة متوسط ​​شبكة الجينات من متوسط ​​حقيقيات النوى القياسي. لغرض آخر ، اخترت قيم المعلمات القادمة من الخميرة. فهرس مثل س10 سيكون مفيدًا جدًا أيضًا.

سؤال مماثل سبق الإجابة عليه

تم طرح أسئلة مماثلة والإجابة عليها هنا وهنا


هذه إجابة عامة لجميع الأسئلة الثلاثة ذات الصلة:

  • هذا
  • كيف تؤثر درجة الحرارة على معدل دوران البروتين؟
  • كيف يتأثر معدل النسخ بدرجة الحرارة؟

منذ أن قلت:

أريد محاكاة تطور العمارة الجينية عند حدوث تغير مفاجئ في درجة الحرارة أو في بيئة غير متجانسة مؤقتًا من حيث درجة الحرارة

يجب أن ترى هذه الورقة. لقد درسوا اعتماد معدل النمو على درجة الحرارة. تم قياس ذلك لكائنات مختلفة (جميع درجات الحرارة).

انظر هذا الشكل:

الشكل S1 من Dell et. آل 2011. PNAS

الاستجابة الحرارية أحادية النسق لمعدل النمو الشعاعي لفطريات الكيس (م / (مستعمرة * ق)). المنحنيات الخضراء والبنية هي انحدارات OLS إلى نموذج Boltzmann-Arrhenius (مكافئ 1) لمجموعة فرعية من البيانات التي تمثل مكونات الصعود والهبوط ، على التوالي. تم استخلاص هذه المكونات بواسطة الخوارزمية الموضحة في المواد والطرق. لهذه الاستجابة الخاصة ، تم الحصول على الارتفاع بواسطة الخوارزمية من خلال إزالة القياسات عند أعلى 4 درجات حرارة والهبوط من خلال إزالة القياسات عند أدنى 5 درجات حرارة. المنحنى الأزرق هو الأنسب لنموذج Johnson & Lewin (أساليب SI) (1). القيم المعروضة هي طاقات التنشيط المقدرة بفواصل ثقة 95٪ لمكونات الاستجابة المعنية. الأسهم العمودية المنقطة هي درجات حرارة مقدرة لـ Tيختار، يقرر - درجة الحرارة التي يتم عندها حساب قيمة السمة على النحو الأمثل - يتم حسابها من الطريقة المباشرة (باللون الأحمر) ونموذج Johnson & Lewin (باللون الأزرق). انظر SI لمزيد من التفاصيل. البيانات مأخوذة من Fargues et al. (9)

كما ترى ، فإن المنحنى منحرف. الجانب الأيسر من المنحنى من T.يختار، يقرر يتبع نموذج طاقة التنشيط (Arrhenius / Boltzmann). الجانب الأيمن ، على الرغم من أنهم يقولون في أسطورة الشكل يناسب النموذج أيضًا ، يبدو لي أن الظاهرة مختلفة نوعًا ما. ربما يكون انحدار المنحنى بسبب تمسخ موقع الإنزيم النشط وبالتالي فقدان النشاط. بالنسبة للأنزيمات المختلفة ، قد تختلف حركية التمسخ.

صادف أن عثرت على مؤلف هذه الورقة وهذه هي الطريقة التي تعرفت بها على هذا العمل. بدا أنه يوافق على أن نصف الانحدار الأيمن قد يكون بسبب تمسخ الإنزيم.

ألقِ نظرة أيضًا على هذه المقالة التي تدور حول الاعتماد على درجة الحرارة لنشاط البروتوزوم من المحبة الحرارية (تنطبق نفس المبادئ على mesophiles).

الشكل 2 من المقال:

تم تطبيع نشاط التحلل المائي Cbz-Ala-Ala-Leu-pNA (المربعات المملوءة) الأصلي المنقى و (الدوائر المملوءة) 70 درجة مئوية المؤتلف المنقى بالحرارة (α + β) Mj proteasome. لتطبيع النشاط المؤتلف إلى النشاط الأصلي ، تم استخدام مضاعف 1.92. تمثل أشرطة الخطأ للعينة الأصلية انحرافًا معياريًا واحدًا للمقايسات الثلاثية. كانت أخطاء درجة الحرارة المقاسة ± 2 درجة مئوية.

الحد الأدنى (من تعليقاتي)

يمكنك أن تفترض أن الإنزيمات في أفضل حالاتها. يمكنك نمذجة فقدان النشاط بسبب زيادة درجة الحرارة (تمسخ البروتين) كمربع جاما / تشي أو دالة أسية (أو الوظيفة المجهزة على حركية التمسخ) وتأثير درجة الحرارة المنخفضة باستخدام المعادلات الديناميكية الحرارية الكيميائية. لكن النقطة المهمة هي أننا لا نعرف ما إذا كانوا في أفضل حالاتهم أم لا أو كيف يمكن أن يؤدي كل منهم في درجات حرارة مختلفة.


تأثير درجة الحرارة على أغشية الخلايا

لفحص بنية الغشاء ، بما في ذلك تأثير درجة الحرارة على نفاذية الغشاء.

متغير مستقل

درجة حرارة الماء في الحمام المائي (الدرجات المئوية)

المتغير التابع

النسبة المئوية لانتقال الضوء من خلال المحلول الناتج

متغيرات التحكم

  • يجب استخدام حجم الماء المقطر - 10 سم مكعب من الماء المقطر لملء أنابيب الغليان في كل مرة
  • الوقت المتبقي في الماء - اترك كل أنبوب مغلي يحتوي على جذر الشمندر لمدة 30 دقيقة
  • حجم قطعة الشمندر - استخدمي مسطرة وسكين لتقطيع قطع جذر الشمندر الاسطوانية بطول 1 سم
  • مقياس الألوان المستخدم - يجب استخدام نفس مقياس الألوان في نفس الإعداد الأزرق / الأخضر في كل مرة ، لقياس نسبة الامتصاص. يجب إجراء المعايرة بالماء المقطر في كل مرة
  • حجم محلول جذر الشمندر - يجب إضافة 2 سم مكعب من محلول جذر الشمندر في كل مرة

لماذا نستخدم جذر الشمندر؟

تحتوي خلايا الشمندر على صبغة تسمى betalains في فجواتها. يمكننا ملاحظة تأثير درجة الحرارة على أغشية الخلايا في جذر الشمندر من خلال مراقبة تسرب هذا الصباغ ، مما يشير إلى ضعف غشاء الخلية. يتم عرض Betalains بلون أرجواني غامق في هذه الحالة.

رسم تخطيطي لخلية الشمندر

ادوات

  • الشمندر الخام
  • حجم 4 حفار الفلين
  • بلاط أبيض
  • سكين
  • مسطرة
  • دورق
  • ملقط
  • ماصة
  • حمامات الماء
  • أنابيب الغليان
  • موازين الحرارة
  • مقياس الألوان مع cuvettes
  • ساعة التوقيف
  • ماء مقطرة
  • ورق الترشيح / المناديل الورقية

مراقبة

يمكن أن يؤدي الاحتفاظ بقطعة الشمندر في 10 سم مكعب من الماء المقطر في درجة حرارة الغرفة إلى نتائج تحكم.

طريقة

  1. استخدم حفار وسكين من الفلين لقطع أسطوانات بطول 8 × 1 سم من جذر الشمندر فوق بلاط أبيض.
  2. ضع كل القطع المقطعة في دورق من الماء المقطر واتركها طوال الليل لإزالة أي صبغة (betalains) تم إطلاقها عند قطع الشمندر.
  3. اغسل 8 قطع من جذر الشمندر وجففها (بورق ترشيح أو منديل).
  4. املأ 8 أنابيب غليان كل منها ب 10 سم من الماء المقطر وضعها في 8 حمامات ماء منفصلة بدرجات حرارة مختلفة (على سبيل المثال 0 درجة مئوية ، 10 درجات مئوية ، 20 درجة مئوية ، 30 درجة مئوية ، 40 درجة مئوية ، 50 درجة مئوية ، 60 درجة مئوية ، 70 درجة مئوية).
  5. بمجرد الوصول إلى درجة الحرارة المرغوبة ، أضف قطعة من جذر الشمندر إلى كل أنبوب غليان واتركه لمدة 30 دقيقة.
  6. قم بإزالة قطع الشمندر برفق باستخدام زوج من الملقط ثم رج الأنابيب لتفريق الصبغة.
  7. اضبط مقياس الألوان على النسبة المئوية للامتصاص على المرشح الأزرق / الأخضر. قم بالمعايرة بملء الكوفيت بالماء المقطر أولاً ثم أضف 2 سم مكعب من محلول جذر الشمندر من درجة الحرارة الأولى إلى كفيت جديد.
  8. ضع هذا الكوفيت في مقياس الألوان لقراءة النسبة المئوية للامتصاص. كرر هذا لجميع القطع الأخرى.

النتائج وحسابات أمبير

من أجل الحصول على النسبة المئوية للإرسال لكل محلول جذر الشمندر في مقياس الألوان ، يمكننا استخدام المعادلة التالية:

النسبة المئوية للانتقال = 100 - نسبة الامتصاص

يمكن تسجيل التسجيلات في جدول مناسب بالإضافة إلى رسم بياني.

استنتاج

مع زيادة درجة الحرارة ، زادت النسبة المئوية للانتقال بشكل طفيف إلى النقطة التي زادت فيها بشكل كبير.

تم احتواء صبغة betalains في فجوة خلايا الشمندر. يحتوي غشاء الخلية على محتويات الخلية مثل الحاجز. يتكون غشاء الخلية من طبقة ثنائية الفوسفوليبيد وجزيئات البروتين. تتكون هذه البروتينات من أحماض أمينية مرتبطة. تحدد الروابط الهيدروجينية داخل البروتين شكله ثلاثي الأبعاد. ومع ذلك ، مع زيادة الحرارة ، أصبحت الروابط الهيدروجينية أضعف بسبب زيادة الطاقة الحركية للذرات الفردية. أدت الطاقة الحركية الأكبر إلى خلق المزيد من الفجوات في طبقة ثنائية الفسفوليبيد لتسرب betalains من خلالها. عند نقطة معينة ، تسببت الروابط الهيدروجينية المكسورة في تغيير شكل البروتينات وتشوه طبيعتها - تاركة ثقوبًا أكبر في غشاء الخلية. يحدث هذا عندما تتسرب كميات أكبر من betalains عبر الغشاء ويلون المحلول بقوة أكبر. باختصار ، تسببت الزيادة في درجة الحرارة في مزيد من الدمار لغشاء الخلية ، مما سمح لمزيد من الصبغة بالتسرب عبر الانتشار.


خيارات الوصول

احصل على حق الوصول الكامل إلى دفتر اليومية لمدة عام واحد

جميع الأسعار أسعار صافي.
سيتم إضافة ضريبة القيمة المضافة في وقت لاحق عند الخروج.
سيتم الانتهاء من حساب الضريبة أثناء الخروج.

احصل على وصول محدود أو كامل للمقالات على ReadCube.

جميع الأسعار أسعار صافي.


البروتياز

البروتيازوم عبارة عن جسيم أسطواني كبير يتكون من 33 وحدة فرعية على الأقل ، ويبلغ إجمالي وزنها الجزيئي حوالي 2.5 MDa 3،4. هناك العديد من المتغيرات للبروتيازوم التي تؤدي وظائف مختلفة قليلاً. على سبيل المثال ، تحتوي خلايا الجهاز المناعي على شكل معين من البروتيازوم الذي ينتج الببتيدات لعرضها على سطح الخلية 5. سنركز على نسخة البروتياز الموجودة في جميع الخلايا والمسؤولة عن التدهور المحدد للبروتينات المنظمة وإزالة البروتينات التالفة. هذا النموذج ، المسمى بالبروتيازوم 26S ، يتكون من جسيم 20S الأساسي مغطى بجسيم تنظيمي 19S 3،4 عند أحد الطرفين أو كلاهما (الشكل 1 أ). في البكتيريا ، تشترك سلسلة من البروتياز المعتمد على ATP في تصميم هيكلي مشترك مع البروتيازوم وتؤدي وظائف مكافئة (الشكل 1 ب). يرتبط البروتيازوم والبروتياز البكتيري ارتباطًا وثيقًا وينتميان إلى مجموعة بروتينات AAA + (ATPases المرتبطة بالأنشطة الخلوية المتنوعة).

الهيكل العام للبروتيازوم حقيقية النواة والبروتياز البكتيرية ClpAP.

البروتياز لهما بنية مشتركة. يتم دفن مواقع الأنزيم البروتيني في غرفة داخلية للجسيم الأساسي ، والتي يتم تغطيتها بجزيئات تنظيمية تتحكم في الوصول إلى غرفة التحلل وتحتوي على حلقة سداسية بقاعدة ATPase.

ج: المقطع العرضي الجانبي لبروتيازوم حقيقيات النوى 26S. يحيط بالجسيم الأساسي 20S جسيمات تنظيمية 19S ، وتقع مواقع التحلل البروتيني في الحلقات & # x003b2 للجسيم الأساسي 20S. تم تصوير بروتينات السقالة Rpn1 و Rpn2 ، ومستقبلات يوبيكويتين Rpn10 و Rpn13 ، والحلقات التي تبطن حلقة ATPase. يتم عرض مجموعة واحدة فقط من الحلقات للتوضيح.

ب: المقطع العرضي الجانبي لبروتياز ClpAP من الإشريكية القولونية. يحتوي ClpP على مواقع التحلل البروتيني ويتم تغطيته على كلا الطرفين بواسطة حلقة ClpA ATPase.

الجسيم الأساسي 20S عبارة عن كومة من أربع حلقات سباعية ، يتم تجميعها لتشكيل هيكل أسطواني 3. تتكون الحلقتان الخارجيتان من & # x003b1 وحدات فرعية ، وتتكون الحلقتان الداخليتان من & # x003b2 وحدات فرعية ، والتي تحتوي على مواقع نشطة تحلل البروتين في تجويف مركزي (الشكل 1 أ). يمكن الوصول إلى غرفة التحلل من خلال قناة تمتد على طول المحور الطويل للجسيم الأساسي. مدخل القناة ضيق ، حوالي 13 & # x000c5 6،7 ، بحيث يجب أن تتكشف البروتينات المطوية جزئيًا على الأقل قبل أن يتم نقلها إلى الجسيم الأساسي 20S وتدهورها 8.

يتكون الجسيم التنظيمي 19S من 19 وحدة فرعية على الأقل مرتبة في مركبين فرعيين & # x02013 الغطاء والقاعدة. يحتوي الجسيم التنظيمي على وحدات فرعية من ATPase ، ويؤدي إلى مدخل قناة التدهور ، ويلعب دورًا في التعرف على الركيزة ، والتكشف ، والانتقال إلى الجسيم 20S الأساسي 4،5 (الشكل 1 أ).


قياس معدلات التحلل الضوئي لـ DOM

معدلات عمود الماء للتحلل الضوئي DOM (الشكل 2) تحكمها ثلاث عمليات تعتمد على الطول الموجي: (1) كمية ضوء الشمس التي تصل إلى سطح الماء ، (2) معدل امتصاص ضوء الشمس بواسطة CDOM في الماء ، و (3) العائد الكمي الظاهر (AQY) ، والذي يحدد قابلية ضوئية DOM مثل مولات المنتج المتكونة لكل مولات الفوتونات التي تمتصها CDOM.

معدل عمود الماء للتحلل الضوئي DOM هو نتاج متكامل من طيفين: امتصاص ضوء الشمس بواسطة CDOM (ضوء الشمس = الأشعة فوق البنفسجية بالإضافة إلى الإشعاع النشط ضوئيًا (PAR) إشعاع مول فوتونات م −2 د -1) ، والذي يعتمد على تدفق الفوتون إلى الماء السطح ، جزء من ضوء الشمس الذي يمتصه CDOM في عمود الماء (انقراض الضوء يضاعف كمية CDOM التي تمتص الضوء بالنسبة إلى إجمالي الضوء الممتص ، أقرص مدمج ،λ/أرλ) ، و AQY لمنتج كيميائي ضوئي معين (ϕλ على سبيل المثال ، مول CO2 أنتجت لكل فوتونات مول تمتصها CDOM من أجل التمعدن الضوئي). AQY هو مقياس لـ DOM "قابلية الضوء" ، أو سهولة التغيير الكيميائي الضوئي ، على سبيل المثال ، AQY عالي للتمعدن الضوئي لـ DOM إلى CO2 تعني قابلية ضوئية عالية لـ DOM ليتم تحويلها إلى CO2 بواسطة ضوء الشمس.

تدفق الفوتون (ه0,λ)

تزداد كميات DOM المتحللة ضوئيًا في عمود الماء بشكل عام مع زيادة ضوء الشمس الذي يصل إلى سطح الماء (Cory et al. 2015). ضوء الشمس على سطح الماء ، ممثلة بطيف الفوتونات المباشرة والمنتشرة (ه0,λ في الشكل 2 ، في مول الفوتونات m 2 الوقت −1 نانومتر 1 الطول الموجي) يعتمد على خط العرض والتاريخ والوقت من اليوم (أي زاوية ذروة الطاقة الشمسية) والارتفاع (Leifer 1988) والغطاء السحابي (Bernhard 2011) . اعتمادًا على الموقع وتكوين الغلاف الجوي ، تختلف التوزيعات الطيفية للأشعة فوق البنفسجية والضوء المرئي عن ظروف السماء الصافية لأن بعض أجزاء الضوء الساقط تنتشر عند وجود السحب أو الجسيمات. يمكن أن توجد أوجه عدم يقين كبيرة عند تقييم الانحرافات عن ظروف السماء الصافية ، خاصة بالنسبة لطيف الأشعة فوق البنفسجية (بيرنهارد 2011) ، وهو أمر مهم لأن امتصاص الضوء بواسطة CDOM وكفاءة التحلل الضوئي DOM أعلى في نطاق UVB (White et al. 2003 Osburn et al. 2009).

مصير الفوتونات في المياه السطحية

بعد الانعكاس عن سطح الماء ، يتم امتصاص مصير معظم الفوتونات بواسطة CDOM (Williamson et al. 1996). غالبًا ما تكون تركيزات CDOM عالية بما يكفي لامتصاص كل ضوء الأشعة فوق البنفسجية قبل أن يصل إلى قاع النهر أو البحيرة ، بينما في مياه CDOM المنخفضة ، ينعكس الضوء الذي يصل إلى القاع مرة أخرى في عمود الماء (أي إشعاع الموجات الصاعدة). تزداد معدلات امتصاص الضوء مع زيادة تركيزات CDOM ومع جزء الضوء الذي يمتصه CDOM مقابل المكونات المائية الأخرى (أقرص مدمج ،λ/أرλ في الشكل 2 كوري وآخرون. 2015). غالبًا ما يكون جزء ضوء الشمس الذي يمتصه CDOM 1.0 للأطوال الموجية بين 280 نانومتر و 400 نانومتر (كوري وآخرون ، 2014). في المياه التي تتلقى كميات كبيرة من DOM المشتق من الأرض ، يمكن أن يساهم CDOM أيضًا بشكل كبير في امتصاص الضوء المرئي (Williamson et al. 1996 Cory et al. 2015). على النقيض من ذلك ، في CDOM المنخفض أو المياه العكرة ، يمكن أن يكون الامتصاص بواسطة CDOM أقل من الامتصاص بواسطة الجسيمات ، خاصة في النطاق المرئي (Cory et al. 2013 ، 2014).

يؤدي امتصاص الضوء بواسطة CDOM إلى بدء تفاعلات كيميائية ضوئية ، ويجب قياسها كمياً لحساب معدلات التحلل الضوئي ومقارنة القابلية الضوئية لـ DOM بين الظروف أو الأنظمة المختلفة. القدرة الضوئية لـ DOM هي الكفاءة التي تعتمد على الطول الموجي لأي منتج يتكون لكل فوتون يمتص بواسطة CDOM ، يسمى AQY (ϕλ، الصورة 2). يتراوح AQYs للتمعدن الضوئي لـ DOM من حوالي & لتر 1 مليمول CO2 مول 1 فوتونات إلى & gt 3 مليمول CO2 مول -1 فوتونات عند 350 نانومتر (Vähätalo et al. 2000 Johannessen and Miller 2001 Osburn et al. 2009 White et al. 2010 Cory et al. 2014 Koehler et al. 2014 Vachon et al. 2016) ، رد فعل يساوي & lt 0.1 ٪ كفاءة في امتصاص الفوتونات.

على الرغم من الكفاءة المنخفضة لأي تفاعل كيميائي ضوئي معين ، يتم استهلاك CDOM عن طريق امتصاص ضوء الشمس ، ويشار إليه باسم "التبييض الضوئي". هناك اعتقاد خاطئ شائع هو أن CDOM فقط يتحلل بالضوء ، لكن امتصاص الضوء بواسطة CDOM يعزز التحلل الضوئي للكروموفوريك. و يتجمع DOM غير الملون من خلال مجموعة من التفاعلات الكيميائية الضوئية غير المباشرة التي من المحتمل أن تتضمن أنواع الأكسجين التفاعلية (ROS) والمواد الوسيطة الجذرية (Andrews وآخرون 2000 White et al. 2003 ، 2010 Cory et al. 2010 Page et al. 2014). يمكن أن يؤدي امتصاص الضوء إلى تدهور كل من CDOM العطري و DOM الأليفاتي (Gonsior et al. 2009 Cory et al. 2010 Stubbins et al. 2010 Ward et al. 2014 Ward and Cory 2016).


مناقشة

تم التعرف على أهمية دوران البروتين منذ 80 عامًا (Hinkson & Elias ، 2011). البيانات الناتجة عن تجارب pSILAC (Pratt وآخرون، 2002 شوانهاسر وآخرون، 2009 ، 2011) في اكتشاف كيفية ضبط الخلايا لعملية التكوّن البروتيني (Eichelbaum & Krijgsveld، 2014 Jovanovic وآخرون، 2015 ليو وآخرون، 2017 أ). في حالة الاستقرار داخل نظام الخلية ، يكون تركيز البروتين المستقر نتيجة للتوازن بين تخليق البروتين وتدهوره (Dephoure وآخرون، 2014 معركة وآخرون، 2015 ليو وآخرون، 2016). في المقارنة النسبية بين الحالات الثابتة ، من المتصور أن يمثل تغيير طية mRNA محاولة تنظيم النسخ ، في حين أن تدهور البروتين يوحي بمحاولة تعديل ما بعد الترجمة (Liu وآخرون، 2017a، 2019 Martin-Perez & Villen، 2017). لذلك ركزنا على كشف تعقيد العلاقة بين تدهور البروتين ووفرة الرنا المرسال في هذه الدراسة.

يمكن أن يؤدي قالب الجين الفردي إلى ظهور العشرات من الأشكال الإسوية للبروتين ، من خلال ، على سبيل المثال ، ترجمة الأشكال الإسوية لـ mRNA AS. تم التكهن بأن الأشكال الإسوية للبروتين قد تظهر ثباتات مختلفة بشكل جذري قد تؤثر على وظائفها ونماذج التنظيم (Hinkson & Elias ، 2011 Zecha وآخرون، 2018). في ضوء ذلك ، قدمنا ​​تحليل الارتباط مع دقة الشكل الإسوي AS. يزيل استخدام خلايا هيلا جزئيًا العوامل المربكة مثل تعدد الأشكال والطفرات الجينية الفردية ، والتي من المعروف أنها تؤثر على استقرار البروتين (Wang & Moult ، 2001 Reumers وآخرون، 2005 جريج وآخرون، 2015 ميلينكوفيتش وآخرون، 2018). نظرًا لأن البروتينات تؤدي معظم الوظائف الخلوية تقريبًا ، سيكون التحليل المستقبلي مفيدًا للغاية لدعم الدور الخلوي للأشكال الإسوية AS ، من خلال الإجابة على عدد ونوع النسخ البديلة التي تمت ترجمتها واستقرارها في الخلية (Floor & Doudna، 2016 Weatheritt وآخرون, 2016 ).

يبدو أن المستوى الحالي للحساسية والتكاثر ومبدأ العمل لتقنيات MS التصاعدية المستخدمة على نطاق واسع (Aebersold & Mann ، 2016) أقل كفاءة في تحليل منتجات البروتين AS (Smith & Kelleher، 2013 Abascal وآخرون، 2015 خصلة شعر وآخرون، 2017 ب وانغ وآخرون، 2018 ب تشودري وآخرون، 2019). يبدو أن التجارب البروتينية السابقة واسعة النطاق لم تحدد سوى قائمة قصيرة من أشكال AS ، والتي غالبًا ما تكون منخفضة الوفرة والوقتية والمحافظة عليها ودقيقة في التعليقات التوضيحية الوظيفية (Zhu وآخرون، 2014 خصلة شعر وآخرون، 2017 أ). في هذه الدراسة، أولا، طبقنا تحليلًا مركزيًا للببتيد لـ DIA-MS ، والذي يوفر اتساقًا كميًا مشابهًا لـ SRM ، ولكن في نطاق تحليلي يتجاوز بكثير اكتشاف مئات الببتيدات (Gillet وآخرون، 2012 روست وآخرون، 2015 Blencowe ، 2017 Bruderer وآخرون، 2017 خصلة شعر وآخرون، 2017 ب آمون وآخرون، 2019 Mehnert وآخرون، 2019) ويوفر حساسية مناسبة (أي 2.5 مرة أكثر من الببتيدات المكتشفة مقارنة بالتقرير السابق). ثانيا، استخدمنا نهجًا موجهًا لوفرة الرنا المرسال لتحديد وقياس إشارات مجموعات الشكل الإسوي. ومع ذلك ، حتى مع تقنيات التصلب المتعدد الأكثر قابلية للتكاثر مثل DIA-MS ، فإن أكبر عقبة أمام تحليل تنوع AS الإسوي بواسطة البروتينات لا تزال هي حد الحساسية. على سبيل المثال ، إذا استخدمنا الصرامة القصوى ولم نقبل سوى الببتيدات النمطية الفريدة التي يمكنها دائمًا التمييز بين الشكل الإسوي المميز الفردي (على سبيل المثال ، لا يُسمح بمجموعة الشكل الإسوي) ، فيمكننا فقط تعيين ما مجموعه 30 جينًا مع أحداث AS متعددة بواسطة بيانات DIA. يتيح الاكتشاف الموجه لوفرة النص لببتيدات AS اكتشاف exons فقط مع أعداد قراءة ملحوظة (Lau وآخرون، 2019). بالإضافة إلى ذلك ، فإن القياس الكمي الموجه لوفرة النص لـ AS يتيح شرحًا وظيفيًا أوسع.

الأهم من ذلك ، في هذه الدراسة ، قمنا بتنفيذ التقدم الكامل لـ DIA-MS في وضع العلامات على البروتينات مثل تحليل pSILAC. لقد أظهرنا سابقًا أن القابلية العالية للتكاثر لـ DIA-MS (ممثلة في SWATH-MS) عززت كفاءة تجربة pSILAC ، لأن الدورة الزمنية لمطاردة النبض تتضمن بشكل روتيني عينات متعددة (Rost وآخرون، 2016 ليو وآخرون، 2017 أ ، 2019). هنا ، لمزيد من إنشاء نهج pSILAC-DIA ، قمنا بتطوير سير العمل ، والذي يتميز في (1) تحسين إمكانية اكتشاف الإشارات النظيرية الثقيلة في النقاط الزمنية لمطاردة النبض المبكر بواسطة ISW (2) التوليد التلقائي لقنوات وضع العلامات المفقودة من كل من DIA وبيانات DDA (3) شطف H / L المحاذاة دون الحاجة إلى محاذاة ميزة ما بعد تحديد الهوية. لقد أظهرنا أن نهج pSILAC-DIA المباشر يوفر دقة كمية أفضل وميزات كمية أكثر ثراءً بشكل خاص من الطرق البديلة مثل pSILAC-MS1 (Schwanhausser وآخرون، 2011 ماتيسون وآخرون، 2018) أو تحليل pSILAC-TMT (McAlister وآخرون، 2014 فيله وآخرون، 2016 سافيتسكي وآخرون، 2018 Zecha وآخرون، 2018) بالإضافة إلى مرونة وإمكانيات ملحوظة. نتوقع أن يتم استخدام نهجنا على نطاق واسع في دراسات pSILAC المستقبلية. على نطاق أوسع ، نقترح أنه ستكون هناك حاجة ملحة لزيادة تعدد قياس DIA في المستقبل القريب (Wu وآخرون، 2014 دي وآخرون، 2017 ليو وآخرون، 2017 أ ، 2019). ستكون ISW النموذجية وسير العمل المسمى مفيدًا لتلبية هذه الحاجة.

قمنا بتشريح الارتباط البيولوجي بين مرنا و كخسارة من زاويتين: المطلقة والنسبية (Liu وآخرون، 2016). وجدنا أن الارتباط المطلق يعتمد بشكل كبير على تركيزات الرنا المرسال والبروتين. على سبيل المثال ، يمكن تفسير عدم تجانس معدلات التحلل الأساسية في ريبوسوم الميتوكوندريا والمصفوفة إلى حد كبير من خلال رتبة مستويات التعبير الجيني. عن طريق التنميط النسبي mRNA-كخسارة الارتباط ، اكتشفنا GOBP و GOCCs مع اختلاف كبير في تدهور البروتين بين خلايا HeLa CCL2 وخلايا كيوتو. الأهم من ذلك ، نتوقع أن العديد من الجينات المشاركة في هذه العمليات يمكن أن تعمل كقائمة للتنبؤ بأحداث دوران "الأفضل تنظيمًا" ، خاصةً عندما يتم تحديد اللوائح الأعلى أو السفلي لـ mRNA بين حالات ثابتة مختلفة. هذا بسبب الحفاظ على الأساس الجزيئي لتدهور البروتين ، مثل المشاركة في تعقيد البروتين المستقر ، وشبكات المرافق ، والمسارات المعتمدة على اليوبيكويتين (كامبريدج) وآخرون، 2011 بهاتاشاريا وآخرون، 2014 ليو وآخرون، 2017a Martin-Perez & Villen، 2017).

كشف تحليلنا عن مثالين يظهران تنوع تدهور البروتين على مقياس العضيات الفرعية: تدهور التخزين المؤقت للوحدات الفرعية البروتيازوم 20S (ولكن ليس 19S) وتأثير التخزين المؤقت على الوحدات الفرعية الكبيرة للميتريبوسوم (ولكن ليس الوحدة الفرعية الصغيرة). والجدير بالذكر أن هذه الاختلافات الهامة في البروتينات مشتقة من تحليل الارتباط النسبي ومن غير المرجح أن تعتمد بشدة على مستويات التعبير الجيني. أشارت العديد من التقارير إلى الاستقرار التفاضلي للوحدتين الفرعيتين البروتوزوم (Mathieson وآخرون، 2018). بيشر وآخرون (2018) استخدم إستراتيجية التنميط الحراري للبروتينات بواسطة MS وأفاد أنه خلال دورة الخلية أظهر البروتيازوم اختلافًا مختلفًا في الاستقرار والوفرة في مجموعة فرعية من البروتين من المجمع التنظيمي الفرعي 19S. باستخدام نهج مماثل ، Volkening وآخرون (2019) أن مجمع 19S التنظيمي لديه درجة حرارة انصهار أقل بكثير للبروتين ودرجة أعلى من مرونة التشكل. يمكن ربط استقرار الوحدات الفرعية 19S و 20S ارتباطًا وثيقًا بوظائفها: الوحدة الفرعية الأساسية للبروتين 20S منظمة للغاية ، في حين أن القاعدة التنظيمية 19 والغطاء يتكونان من بروتينات ذات وظائف متنوعة ، على سبيل المثال ، التعرف على اليوبيكويتين ونقل البروتين (Volkening وآخرون، 2019). باستمرار ، تشير نتيجتنا إلى أن تباين 20S عبر الخلايا السرطانية يتم تخزينه بشكل كبير عن طريق تدهور البروتين ، مما يعزز النتائج من تحديد الاستقرار الحراري. يقوم الميتوريبوسوم بتخليق البروتين داخل الميتوكوندريا (Greber & Ban ، 2016). أشارت بياناتنا إلى وجود نقص في التحكم في تدهور البروتين للوحدة الفرعية الصغيرة للميتريبوسوم ، والتي تحتوي على جزيء أقل من الرنا المرسال-كخسارة الارتباط ، ارتباط أعلى بكثير من mRNA والبروتين ، وفي النهاية تباين أعلى في وفرة البروتين عند مقارنة الوحدة الفرعية الكبيرة. على غرار البروتيازوم ، قد يشير هذا إلى أنه يجب التحكم بإحكام في البروتينات الكبيرة للوحدات الفرعية على مستوى البروتين من أجل وظيفة تحديد المعدل المحتمل. لتحديد العلاقة ميكانيكيًا بين اختلاف تدهور البروتين والوظيفة البيولوجية للعضيات الفرعية ، سيكون اتباع التباين البيئي أمرًا مثيرًا للاهتمام في نهاية المطاف (رومانوف وآخرون، 2019) ، ولكنه يتجاوز نطاق الدراسة الحالية.

لوحظت مستويات التعبير التفاضلي ومعدلات التحلل للأشكال البروتينية الفردية من نفس الجين ، وفقًا للمقارنات المطلقة والنسبية. متسقة مع التقارير السابقة (Abascal وآخرون، 2015) ، يتم التعبير عن العديد منها بدرجة عالية أو متغيرات لصق محفوظة ، مثل ATPase Na + / K + -transporting alpha 1 (ATP1A1) ، مجال SNW الذي يحتوي على 1 (SNW1) ، سلسلة تروبوميوسين alpha-1 (TPM1) ، و سلسلة alpha-4 (TPM4). تم اكتشاف أن أحداث TPM1 AS مفيدة في التنبؤات التنبؤية لسرطان الرأس والرقبة (Liang وآخرون، 2019) ، اعتلال عضلة القلب التوسعي (Pugh وآخرون، 2014 أباسكال وآخرون، 2015) ، وهجرة خلايا سرطان المريء (Huang وآخرون، 2017) ، مما يدل على التنوع الوظيفي للأشكال الإسوية TPM1 AS. على عكس الدراسات السابقة ، قمنا بتحديد كمية كبيرة كخسارة الاختلاف في كل من المستويات الأساسية ونسب CCL2 مقابل كيوتو النسبية بين مجموعات الشكل الإسوي TPM1 AS. وبالتالي ، قد يرتبط استقرار التعبير الإسوي TPM1 بالتباين الظاهري لتباين نسيج هياكل الأكتين بين خطوط خلايا هيلا (Liu). وآخرون, 2019 ).

بالنسبة لأحداث تبديل AS المهمة ، وجدنا أن فقدان احتباس intron زاد بشكل فعال من تعبير البروتين المقابل على طول مرور الخلية على المدى الطويل. نظرًا لأن RI قد يؤدي إلى تنشيط NMD لـ mRNA أو يؤدي إلى تثبيط انتقالي ، فقد تم اعتباره حدثًا غير طبيعي لـ AS مرتبط بأمراض مختلفة أو استجابة الإجهاد (Wong وآخرون، 2016 مورغان وآخرون، 2019 بارينتو وآخرون، 2019). لم تجد نتائجنا لوائح تدهور البروتين الهامة للأشكال الإسوية RI-to-coding ، والتي قد تشير إلى أن التأثير الرئيسي للجين RI يحدث أثناء النسخ أو مستويات الترجمة. قد يعتمد الدور الواضح للبروتينات في RI على أنواع المرض (Adusumalli وآخرون، 2019) ولا يزال يتعين استكشافه.

في الختام ، طبقنا نهجًا بروتينيًا تكامليًا وحددنا التحكم الكمي المحدد في مرحلة ما بعد النسخ وما بعد الترجمة عبر خطوط الخلايا السرطانية البشرية. يتم تحديد مستوى mRNA ووفرة البروتين ومعدلات تحلل البروتين بمستويات الشكل الإسوي ، مما يوفر دقة أفضل من التحليل الجيني. على وجه الخصوص ، اكتشفنا تنوع دوران البروتين بين العمليات البيولوجية المختلفة والعضيات والوحدات الفرعية للعضيات والأشكال الإسوية الفردية. تدل البيانات على ضرورة إجراء المزيد من الدراسات البيولوجية للأنظمة في المستقبل لدراسة mRNA-كخسارة العلاقات عبر الظروف المتغيرة مثل الحالات الصحية والمرضية.


التحليلات

1. صف كيف يتغير معدل تنفس السمكة مع تغير درجة الحرارة. مع انخفاض درجة الحرارة ، ينخفض ​​معدل التنفس أيضًا

2. اقترح تفسيرا لسبب تغير التنفس بهذه الطريقة. الأسماك هي من ذوات الدم البارد ويتأثر أيضها بالحرارة الخارجية

3. ما هي العوامل الأخرى (إلى جانب درجة الحرارة) التي قد تكون قد أثرت على المعدل؟ الضغط على السمكة مثل تحريك الأكواب وتقليب الماء

4. هل كانت & ldquoaverage & rdquo مماثلة لبيانات الأسماك الخاصة بك؟ لماذا نأخذ المتوسط؟ المتوسطات تعطي رؤية أوسع ، ويمكن أن تكون أكثر دقة من سمكة واحدة

5. هل كان توقعك في بداية المعمل صحيحًا أم غير صحيح؟ تختلف الإجابات

6. صمم تجربة تختبر كيفية تأثر معدل تنفس السمكة بالضوء. اشرح تصميمك. قد ترغب في رسم صورة لإعدادك. قم بتضمين كيف ستغير البيئة وما الذي ستقيسه.

يجب أن يكون التصميم منطقيًا ، ويجب أن يشمل مراقبة تنفس الأسماك في الضوء وفي الظلام لمعرفة ما إذا كان سيتغير.

7. افترض أن هذه التجربة تكررت باستخدام حيوان ماص للحرارة (ذوات الدم الحار) كموضوع اختبار بدلاً من سمكة. يتم مراقبة معدل ضربات القلب والتنفس بالنسبة للفأر حيث يتم رفع درجة الحرارة ثم خفضها. هل سيتغير تنفس الفأر ورسكووس ومعدل ضربات القلب؟ لما و لما لا؟

لن يتغير الفأر ، فهي ماصة للحرارة

8. وضح على الرسم البياني الخط الذي سيمثل الحيوان الماص للحرارة والخط الذي سيمثل الحيوان الخارجي للحرارة. اشرح كيف تعرف هذا. الخط العلوي هو السمكة ، والخط السفلي هو الثدييات ، وتغيير تنفس الثدييات يبقى كما هو


محتويات

تحرير المعالجة البروتينية بعد الترجمة

غالبًا ما يحدث تحلل البروتين المحدود لعديد ببتيد أثناء أو بعد الترجمة في تخليق البروتين للعديد من البروتينات. قد يتضمن ذلك إزالة N-terminal methionine و / أو إشارة الببتيد و / أو تحويل بروتين غير نشط أو غير وظيفي إلى بروتين نشط. يُطلق على مقدمة الشكل الوظيفي النهائي للبروتين اسم بروبروتين ، ويمكن تصنيع هذه البروتينات أولاً كبروتين مسبق. على سبيل المثال ، يتم تصنيع الألبومين لأول مرة على شكل مادة سابقة للألبومين ويحتوي على ببتيد إشارة غير مفكك. هذا يشكل proalbumin بعد شق ببتيد الإشارة ، وتنتج معالجة أخرى لإزالة بروبيبتيد 6-بقايا N- الطرفية الشكل الناضج للبروتين. [1]

إزالة تحرير ميثيونين N- طرفي

يمكن إزالة الميثيونين البادئ (وفي بدائيات النوى fMet) أثناء ترجمة البروتين الناشئ. ل بكتريا قولونية، تتم إزالة fMet بكفاءة إذا كانت البقايا الثانية صغيرة وغير مشحونة ، ولكن ليس إذا كانت البقايا الثانية ضخمة ومشحونة. [2] في كل من بدائيات النوى وحقيقيات النوى ، قد تحدد بقايا الطرف N المكشوفة عمر النصف للبروتين وفقًا لقاعدة N-end.

إزالة تسلسل الإشارة تحرير

تحتوي البروتينات التي يجب استهدافها لعضية معينة أو للإفراز على ببتيد إشارة طرفي N يوجه البروتين إلى وجهته النهائية. تتم إزالة ببتيد الإشارة هذا عن طريق تحلل البروتين بعد نقله عبر غشاء.

تحرير الانقسام من البروتينات المتعددة

يتم تصنيع بعض البروتينات ومعظم هرمونات عديد الببتيد حقيقية النواة على شكل سلائف عديد ببتيد كبيرة تُعرف بالبروتينات المتعددة التي تتطلب انقسامًا بروتينيًا إلى سلاسل فردية أصغر متعددة الببتيد. يحتوي البوليبروتين الموالي للأفيوميلانوكورتين (POMC) على العديد من هرمونات عديد الببتيد. ومع ذلك ، قد يختلف نمط الانقسام في POMC بين الأنسجة المختلفة ، مما ينتج عنه مجموعات مختلفة من هرمونات عديد الببتيد من نفس البروتين متعدد البروتين.

تنتج العديد من الفيروسات أيضًا بروتيناتها في البداية كسلسلة عديد ببتيد واحدة تمت ترجمتها من مرنا متعدد الكتل. يتم بعد ذلك شق هذا البولي ببتيد في سلاسل متعددة الببتيد الفردية. [1] تشمل الأسماء الشائعة للبولي بروتين أسكت (مستضد خاص بالمجموعة) في الفيروسات القهقرية و ORF1ab في نيدوفيراليس. يشير الاسم الأخير إلى حقيقة أن التسلسل الزلق في mRNA الذي يرمز إلى polypeptide يتسبب في تغيير الإطارات الريبوسومية ، مما يؤدي إلى طولين مختلفين من السلاسل الببتيدية (أ و أب) بنسبة ثابتة تقريبًا.

تحرير انقسام البروتينات الأولية

يتم تصنيع العديد من البروتينات والهرمونات في شكل سلائفها - الزيموجينات ، الإنزيمات الأولية ، والهرمونات. يتم شق هذه البروتينات لتشكيل هياكلها النشطة النهائية. الأنسولين ، على سبيل المثال ، يتم تصنيعه على شكل بريبرونسولين ، والذي ينتج هرمون الأنسولين بعد أن يتم شق الببتيد. The proinsulin is then cleaved at two positions to yield two polypeptide chains linked by two disulfide bonds. Removal of two C-terminal residues from the B-chain then yields the mature insulin. Protein folding occurs in the single-chain Proinsulin form which facilitates formation of the ultimately inter-peptide disulfide bonds, and the ultimately intra-peptide disulfide bond, found in the native structure of insulin.

Proteases in particular are synthesized in the inactive form so that they may be safely stored in cells, and ready for release in sufficient quantity when required. This is to ensure that the protease is activated only in the correct location or context, as inappropriate activation of these proteases can be very destructive for an organism. Proteolysis of the zymogen yields an active protein for example, when trypsinogen is cleaved to form trypsin, a slight rearrangement of the protein structure that completes the active site of the protease occurs, thereby activating the protein.

Proteolysis can, therefore, be a method of regulating biological processes by turning inactive proteins into active ones. A good example is the blood clotting cascade whereby an initial event triggers a cascade of sequential proteolytic activation of many specific proteases, resulting in blood coagulation. The complement system of the immune response also involves a complex sequential proteolytic activation and interaction that result in an attack on invading pathogens.

Protein degradation Edit

Protein degradation may take place intracellularly or extracellularly. In digestion of food, digestive enzymes may be released into the environment for extracellular digestion whereby proteolytic cleavage breaks proteins into smaller peptides and amino acids so that they may be absorbed and used. In animals the food may be processed extracellularly in specialized organs or guts, but in many bacteria the food may be internalized via phagocytosis. Microbial degradation of protein in the environment can be regulated by nutrient availability. For example, limitation for major elements in proteins (carbon, nitrogen, and sulfur) induces proteolytic activity in the fungus نيوروسبورا كراسا [3] as well as in of soil organism communities. [4]

Proteins in cells are broken into amino acids. This intracellular degradation of protein serves multiple functions: It removes damaged and abnormal protein and prevents their accumulation. It also serves to regulate cellular processes by removing enzymes and regulatory proteins that are no longer needed. The amino acids may then be reused for protein synthesis.

Lysosome and proteasome Edit

The intracellular degradation of protein may be achieved in two ways - proteolysis in lysosome, or a ubiquitin-dependent process that targets unwanted proteins to proteasome. The autophagy-lysosomal pathway is normally a non-selective process, but it may become selective upon starvation whereby proteins with peptide sequence KFERQ or similar are selectively broken down. The lysosome contains a large number of proteases such as cathepsins.

The ubiquitin-mediated process is selective. Proteins marked for degradation are covalently linked to ubiquitin. Many molecules of ubiquitin may be linked in tandem to a protein destined for degradation. The polyubiquinated protein is targeted to an ATP-dependent protease complex, the proteasome. The ubiquitin is released and reused, while the targeted protein is degraded.

Rate of intracellular protein degradation Edit

Different proteins are degraded at different rates. Abnormal proteins are quickly degraded, whereas the rate of degradation of normal proteins may vary widely depending on their functions. Enzymes at important metabolic control points may be degraded much faster than those enzymes whose activity is largely constant under all physiological conditions. One of the most rapidly degraded proteins is ornithine decarboxylase, which has a half-life of 11 minutes. In contrast, other proteins like actin and myosin have a half-life of a month or more, while, in essence, haemoglobin lasts for the entire life-time of an erythrocyte. [5]

The N-end rule may partially determine the half-life of a protein, and proteins with segments rich in proline, glutamic acid, serine, and threonine (the so-called PEST proteins) have short half-life. [6] Other factors suspected to affect degradation rate include the rate deamination of glutamine and asparagine and oxidation of cystein, histidine, and methionine, the absence of stabilizing ligands, the presence of attached carbohydrate or phosphate groups, the presence of free α-amino group, the negative charge of protein, and the flexibility and stability of the protein. [5] Proteins with larger degrees of intrinsic disorder also tend to have short cellular half-life, [7] with disordered segments having been proposed to facilitate efficient initiation of degradation by the proteasome. [8] [9]

The rate of proteolysis may also depend on the physiological state of the organism, such as its hormonal state as well as nutritional status. In time of starvation, the rate of protein degradation increases.

Digestion Edit

In human digestion, proteins in food are broken down into smaller peptide chains by digestive enzymes such as pepsin, trypsin, chymotrypsin, and elastase, and into amino acids by various enzymes such as carboxypeptidase, aminopeptidase, and dipeptidase. It is necessary to break down proteins into small peptides (tripeptides and dipeptides) and amino acids so they can be absorbed by the intestines, and the absorbed tripeptides and dipeptides are also further broken into amino acids intracellularly before they enter the bloodstream. [10] Different enzymes have different specificity for their substrate trypsin, for example, cleaves the peptide bond after a positively charged residue (arginine and lysine) chymotrypsin cleaves the bond after an aromatic residue (phenylalanine, tyrosine, and tryptophan) elastase cleaves the bond after a small non-polar residue such as alanine or glycine.

In order to prevent inappropriate or premature activation of the digestive enzymes (they may, for example, trigger pancreatic self-digestion causing pancreatitis), these enzymes are secreted as inactive zymogen. The precursor of pepsin, pepsinogen, is secreted by the stomach, and is activated only in the acidic environment found in stomach. The pancreas secretes the precursors of a number of proteases such as trypsin and chymotrypsin. The zymogen of trypsin is trypsinogen, which is activated by a very specific protease, enterokinase, secreted by the mucosa of the duodenum. The trypsin, once activated, can also cleave other trypsinogens as well as the precursors of other proteases such as chymotrypsin and carboxypeptidase to activate them.

In bacteria, a similar strategy of employing an inactive zymogen or prezymogen is used. Subtilisin, which is produced by العصوية الرقيقة, is produced as preprosubtilisin, and is released only if the signal peptide is cleaved and autocatalytic proteolytic activation has occurred.

Cellular regulation Edit

Proteolysis is also involved in the regulation of many cellular processes by activating or deactivating enzymes, transcription factors, and receptors, for example in the biosynthesis of cholesterol, [11] or the mediation of thrombin signalling through protease-activated receptors. [12]

Some enzymes at important metabolic control points such as ornithine decarboxylase is regulated entirely by its rate of synthesis and its rate of degradation. Other rapidly degraded proteins include the protein products of proto-oncogenes, which play central roles in the regulation of cell growth.

Cell cycle regulation Edit

Cyclins are a group of proteins that activate kinases involved in cell division. The degradation of cyclins is the key step that governs the exit from mitosis and progress into the next cell cycle. [13] Cyclins accumulate in the course the cell cycle, then abruptly disappear just before the anaphase of mitosis. The cyclins are removed via a ubiquitin-mediated proteolytic pathway.

Apoptosis Edit

Caspases are an important group of proteases involved in apoptosis or programmed cell death. The precursors of caspase, procaspase, may be activated by proteolysis through its association with a protein complex that forms apoptosome, or by granzyme B, or via the death receptor pathways.

Autoproteolysis takes place in some proteins, whereby the peptide bond is cleaved in a self-catalyzed intramolecular reaction. Unlike zymogens, these autoproteolytic proteins participate in a "single turnover" reaction and do not catalyze further reactions post-cleavage. Examples include cleavage of the Asp-Pro bond in a subset of von Willebrand factor type D (VWD) domains [14] [15] and النيسرية السحائية FrpC self-processing domain, [16] cleavage of the Asn-Pro bond in السالمونيلا FlhB protein, [17] يرسينيا YscU protein, [18] as well as cleavage of the Gly-Ser bond in a subset of sea urchin sperm protein, enterokinase, and agrin (SEA) domains. [19] In some cases, the autoproteolytic cleavage is promoted by conformational strain of the peptide bond. [19]

Abnormal proteolytic activity is associated with many diseases. [20] In pancreatitis, leakage of proteases and their premature activation in the pancreas results in the self-digestion of the pancreas. People with diabetes mellitus may have increased lysosomal activity and the degradation of some proteins can increase significantly. Chronic inflammatory diseases such as rheumatoid arthritis may involve the release of lysosomal enzymes into extracellular space that break down surrounding tissues. Abnormal proteolysis may result in many age-related neurological diseases such as Alzheimer's due to generation and ineffective removal of peptides that aggregate in cells. [21]

Proteases may be regulated by antiproteases or protease inhibitors, and imbalance between proteases and antiproteases can result in diseases, for example, in the destruction of lung tissues in emphysema brought on by smoking tobacco. Smoking is thought to increase the neutrophils and macrophages in the lung which release excessive amount of proteolytic enzymes such as elastase, such that they can no longer be inhibited by serpins such as α1-antitrypsin, thereby resulting in the breaking down of connective tissues in the lung. Other proteases and their inhibitors may also be involved in this disease, for example matrix metalloproteinases (MMPs) and tissue inhibitors of metalloproteinases (TIMPs). [22]

Other diseases linked to aberrant proteolysis include muscular dystrophy, degenerative skin disorders, respiratory and gastrointestinal diseases, and malignancy.

Protein backbones are very stable in water at neutral pH and room temperature, although the rate of hydrolysis of different peptide bonds can vary. The half life of a peptide bond under normal conditions can range from 7 years to 350 years, even higher for peptides protected by modified terminus or within the protein interior. [23] [24] [25] The rate of hydrolysis however can be significantly increased by extremes of pH and heat. Spontaneous cleavage of proteins may also involve catalysis by zinc on serine and threonine. [26]

Strong mineral acids can readily hydrolyse the peptide bonds in a protein (acid hydrolysis). The standard way to hydrolyze a protein or peptide into its constituent amino acids for analysis is to heat it to 105 °C for around 24 hours in 6M hydrochloric acid. [27] However, some proteins are resistant to acid hydrolysis. One well-known example is ribonuclease A, which can be purified by treating crude extracts with hot sulfuric acid so that other proteins become degraded while ribonuclease A is left intact. [28]

Certain chemicals cause proteolysis only after specific residues, and these can be used to selectively break down a protein into smaller polypeptides for laboratory analysis. [29] For example, cyanogen bromide cleaves the peptide bond after a methionine. Similar methods may be used to specifically cleave tryptophanyl, aspartyl, cysteinyl, and asparaginyl peptide bonds. Acids such as trifluoroacetic acid and formic acid may be used for cleavage.

Like other biomolecules, proteins can also be broken down by high heat alone. At 250 °C, the peptide bond may be easily hydrolyzed, with its half-life dropping to about a minute. [27] [30] Protein may also be broken down without hydrolysis through pyrolysis small heterocyclic compounds may start to form upon degradation. Above 500 °C, polycyclic aromatic hydrocarbons may also form, [31] [32] which is of interest in the study of generation of carcinogens in tobacco smoke and cooking at high heat. [33] [34]

Proteolysis is also used in research and diagnostic applications:

  • Cleavage of fusion protein so that the fusion partner and protein tag used in protein expression and purification may be removed. The proteases used have high degree of specificity, such as thrombin, enterokinase, and TEV protease, so that only the targeted sequence may be cleaved.
  • Complete inactivation of undesirable enzymatic activity or removal of unwanted proteins. For example, proteinase K, a broad-spectrum proteinase stable in urea and SDS, is often used in the preparation of nucleic acids to remove unwanted nuclease contaminants that may otherwise degrade the DNA or RNA. [35]
  • Partial inactivation, or changing the functionality, of specific protein. For example, treatment of DNA polymerase I with subtilisin yields the Klenow fragment, which retains its polymerase function but lacks 5'-exonuclease activity. [36]
  • Digestion of proteins in solution for proteome analysis by liquid chromatography-mass spectrometry (LC-MS). This may also be done by in-gel digestion of proteins after separation by gel electrophoresis for the identification by mass spectrometry.
  • Analysis of the stability of folded domain under a wide range of conditions. [37]
  • Increasing success rate of crystallisation projects [38]
  • Production of digested protein used in growth media to culture bacteria and other organisms, e.g. tryptone in Lysogeny Broth.

Proteases may be classified according to the catalytic group involved in its active site. [39]

Venoms Edit

Certain types of venom, such as those produced by venomous snakes, can also cause proteolysis. These venoms are, in fact, complex digestive fluids that begin their work outside of the body. Proteolytic venoms cause a wide range of toxic effects, [40] including effects that are:


Signaling pathways involved in light dependent modulation of cellulase gene expression

For the presence of cellulose to be sensed in the environment, low molecular weight degradation products liberated from degradable plant material are likely signals that may be sensed by membrane bound receptors. Alternatively, an inducer synthesized outside the cell may be taken up via diffusion or a permease and initiate cellulase formation by an intracellular process. Both hypotheses are likely to describe contributions to the regulation of cellulase gene expression.

The heterotrimeric G-protein pathway

The prime candidate pathway for sensing and transmission of an extracellular cellulose related signals is the heterotrimeric G-protein pathway. Signal transduction via the heterotrimeric G-protein pathway starts with reception of a signaling compound by a G-protein coupled receptor (GPCR). Once such a ligand binds to the GPCR, the heterotrimeric G-protein complex composed of G-protein alpha, beta and gamma subunits, dissociates, GDP is exchanged for GTP on the G-alpha subunit for activation and all subunits then modulate their target pathways [37, 75, 76].

T. reesei has 50 GPCRs, 3 G-alpha subunits (GNA1, GNA2 and GNA3), one G-beta subunit (GNB1) and one G-gamma subunit (GNG1). Additionally, two phosducin like proteins (PhLP1 and PhlP2), which are assumed to act as co-chaperones for G-protein beta and gamma folding are encoded in the genome as well as 7 RGS (regulator of G-protein signaling) domain proteins [37]. The G-protein alpha subunits GNA1 and GNA3 impact cellulase gene expression and this function is dependent on light [77, 78]. Constitutive activation of GNA3 led to a strong increase in cellulase transcripts upon growth on cellulose (around tenfold), but only in light. In darkness, neither constitutive activation nor knock down altered cellulase transcript levels [77]. Interestingly, upregulation of gna3 without constitutive activation caused somewhat increased cellulase levels in light, which however did by far not reach the strong up regulation seen for the constitutive activation of GNA3. It is therefore likely that the rate of inactivation of the alpha subunit by the intrinsic GTPase of GNA3 plays a role. This function is enhanced by RGS (regulator of G-protein signaling) proteins, which are consequently assumed to be involved in cellulase regulation in T. reesei [77]. Of those, rgs1 represents a light independent regulatory target of GNB1, GNG1 and PhLP1 [53].

Lack of GNA1 causes a strong increase of cellulase gene expression in darkness and abolishment in light upon growth on cellulose. Constitutive activation of GNA1 caused—like for GNA3—an increase in cellulase transcript levels in light [78]. For both GNA1 and GNA3, constitutive activation did not enable inducer independent cellulase gene expression. Consequently, the signal for induction of cellulase gene expression is separate from that transmitted by GNA1 and GNA3 and may indeed involve intracellular detection of an inducer.

The G-protein beta and gamma subunits GNB1 and GNG1 as well as the phosducin-like protein PhLP1, which is assumed to act as a chaperone for complex formation of GNB1 and GNG1, influence regulation of several glycoside hydrolases including cbh1 و cbh2 [53]. Cellulase activity increases in all three mutants, while transcript abundance of several genes encoding plant cell wall degrading enzymes decreases, indicating posttranscriptional regulation [53]. However, the light dependent effects of GNB1, GNG1 and PhLP1 are considerably less pronounced than the strongly positive impact of the G-alpha subunits GNA1 and GNA3 [53]. In summary, these findings are in line with a positive effect of phosducin-like proteins on the efficiency of G-protein signaling [79].

Only recently, a new aspect was added to the function of the heterotrimeric G-protein pathway in cellulase regulation. The class XIII of G-protein coupled receptors (GPCRs) was found to have only a minor influence on cellulase transcript levels (up to 50%), but both were required for normal specific cellulase activities on lactose. In the absence of CSG1, representing one of the two class XIII GPCRs of T. reesei, secreted activity levels even decreased to basal levels upon growth on cellulose and lactose [33]. Hence it is assumed that the signal received by CSG1 is responsible for posttranscriptional regulation of cellulase gene expression, a mechanism previously not known to be involved. Based on the light dependent function of GNA1 and GNA3 it can be assumed that these downstream subunits integrate the light dependent relevance with the signal received by CSG1 to a physiological response adapted to the change of day and night.

The cAMP pathway

Cyclic adenosine monophosphate (cAMP) is one of the most important secondary messengers in living organisms. cAMP levels function as coincidence detectors due to their regulation by diverse environmental cues that are integrated to a defined level, which determines the extent of the effect on downstream pathways. Adenylate cyclase synthesizes cAMP and phosphodiestereases, which are activated by the presence of cAMP [80, 81], degrade it [82], forming a feedback cycle for adjustment of levels [80, 81]. Protein kinase A is cAMP dependent and consists of catalytic and regulatory subunits [37]. Light dependent effects on cAMP levels and adenylate cyclase activity have been shown previously for الترايكوديرما [83,84,85].

The cAMP dependent protein kinase A plays an important role in regulation of light responses in T. atroviride [86]. في T. reesei, the cAMP pathway is one of the targets of the heterotrimeric G-protein pathway and cAMP levels are impacted by both GNA1 and GNA3 [77, 78]. Investigation of the function of adenylate cyclase (ACY1) and the catalytic subunit 1 of protein kinase A (PKAc1) showed a light dependent effect on cellulase gene expression in both cases upon growth on lactose [87]. حذف acy1 و pkac1 caused increased light responsiveness of cellulase genes i.e. strongly increased differences between cellulase levels in light and darkness compared to the light dependent regulation in the wild-type. Regulation of the transcript levels of the transcription factors ACE1 and ACE2 that regulate transcription of cellulase genes show a response to light, but do not correlate well with cellulase levels. Modification of transcript levels of the cellulase regulator XYR1 strongly resembles the pattern of regulation seen for cellulase genes. Hence, it is assumed that the cAMP pathway does not directly target phosphorylation of XYR1, but rather causes phosphorylation of a regulator of XYR1, which by modification of XYR1 acts on cellulase transcription [87].

In this respect it is interesting that deletion of acy1 أو pkac1 also causes decreased levels of the photoreceptor gene env1 [87], which regulates cellulase levels [42]. Phosphorylation of the photoreceptor complex by protein kinase A was shown in N. crassa [88] and critically impacts the function of the circadian clock by establishing a negative feedback loop. A similar mechanism may be responsible for regulation of env1 المستويات في T. reesei. In turn, strains lacking ENV1 show strongly decreased cAMP levels, which is attributed to an impact of ENV1 on the function of phosphodiesterases rather than adenylate cyclase [89]. Such a mechanism would be in agreement with a feedback mechanism for fine-tuning of the integration of light response with nutrient signaling. Only recently we could confirm the involvement of a phosphodiesterase in light dependent cellulase regulation and the connection to ENV1 (E. Stappler et al., manuscript in preparation).

Interconnections between light response machinery and nutrient signaling pathways

The finding that light and its photosensors are involved in regulation of cellulase gene expression, indicated that nutrient utilization is interrelated with light response. The findings of the influence of the light signaling pathway on carbon-compound and carbohydrate metabolism [53] further raised the question as to the interconnections between nutrient signaling and sensing light. More detailed investigation of the heterotrimeric G-protein pathway and the cAMP pathway indicated that the light signal must be integrated with the transmitted nutrient signals.

BLR1 and BLR2 do not have a major impact on the G-protein signaling pathway [49]. ENV1 negatively influences blr1 و blr2 transcript levels, which in turn are required for induction of env1 in light. This mutual regulation causes a steady state level of transcripts for these three genes [49]. ENV1 is required for the positive feedback cycle of GNA1, which increases gna1 transcript levels upon constitutive activation. In turn, GNA1 negatively regulates env1 transcript levels [89]. Concerning the regulation mechanism of GNA3/gna3, ENV1 is not involved in establishing the gna3 feedback cycle, but negatively regulates gna3 transcript levels in light [89]. During investigation of the mutual regulatory effects of BLR1, BLR2 and ENV1 as well as GNA1, GNA3, GNB1, GNG1 and PhLP1, a pair with regulatory interaction at early light response emerged: PhLP1 and ENV1 [49]. With its negative effect on transcript levels of phlp1, gnb1 و gng1, ENV1 dampens G-protein signaling during early light response, presumably to provide resources for protection from light. Thereafter, PhLP1 can exert a positive effect on complex formation of GNB1 and GNG1 and G-protein signaling in general, which is likely to be important for metabolic adaptation to light [49]. The striking overlap in regulatory targets of photoreceptors, G-protein pathway components and ACY1 suggests that this interrelationship constitutes a core function in adaptation beyond transient effects in early light response.

Surprisingly, these interconnection studies revealed that it is not the photoreceptor complex comprising the two BLR proteins, but rather ENV1 that acts in a central position as a checkpoint, which is in line with its strong effect on gene regulation in light [46]. The more prominent role of ENV1 in comparison to BLR1 and BLR2 is also obvious in the role of ENV1 in the regulation of other physiological processes such as sexual development or stress response [41].

The strikingly low cAMP levels in mutants lacking ENV1 indicated that ENV1 could exert at least part of its function via the cAMP pathway adding another link between light response and nutrient signaling (see also above). ∆acy1 strain showed a striking overlap of regulated genes in light, but not in darkness [49]. These genes have in common their regulation in the presence of strongly decreased or abolished cAMP levels. Among these cAMP targets there are numerous glycoside hydrolases, auxiliary proteins of cellulose degradation as well as the cellulase and hemicellulase regulator gene xyr1 [49]. Functional category analysis of these genes showed a strong enrichment in C-compound and carbohydrate metabolism. Consequently, the regulatory function of ENV1 in targeting regulation of enzyme expression is to a considerable extent mediated by its effect on cAMP levels [49]. Interestingly, many of the genes down-regulated in ∆env1 and ∆acy1 in the light are also down-regulated on soluble carbon sources compared to the insoluble carbon source cellulose [33]. Consequently, the cAMP dependent output of the regulatory cascade triggered by ENV1 could be targeted at sensing and/or reaction to a surface of specifically to cellulose, but not to a soluble carbon source [33].

In summary, ENV1 emerged as a major checkpoint between nutrient and light signaling [41]. However, it still remains to be shown whether this interrelationship is established directly by protein–protein interaction and an influence on activity of the targeted regulators or if the influence is indirect by an impact on regulation of abundance and/or activity of signaling factors, for example kinases, which in turn target regulatory factors. The considerable impact of deletion of env1 on the transcriptome in light [46] makes the latter hypothesis more likely.


مناقشة

When the liver is placed in hydrogen peroxide in theory it will dissociate into water and oxygen gas.[15] One way to prove that oxygen gas is in fact present is to conduct a glowing splint test this involves lighting a splint and then extinguishing the flame only to the point where the end is glowing. This splint is then placed where the oxygen is believed to be present, if there is in fact oxygen the splint will reignite. This is because oxygen readily promotes combustion.

The enzyme which catalyzed the reaction that created the oxygen appeared to work the most effectively at a concentration of 4% (Figure 1) and least effectively at 6%. This is because the 4% solution was the closest to the optimal concentration of substrate for the catalase enzyme. At 2% there was less substrate than the enzyme was capable of disassociating therefore the reaction was not completed to its full potential. At 6% and 8% there was too much substrate and the enzyme was bombarded and unable to keep up with the necessary reactions.

Having the 8% solution create more foam volume than 6% was an unexpected result and the errors listed below are most likely accountable for this anomaly. The enzyme catalase, which is found in the beef liver, is responsible for the breakdown of hydrogen peroxide. When hydrogen peroxide breaks down it forms water and oxygen gas. The oxygen and water reacted with the detergent that was added to the solution to produce the foam. The more effective and active the enzyme is the more decompositions of hydrogen peroxide it catalyzes and more oxygen is produced increasing the volume of foam.

If the liver had been boiled before the experiment it would have been effectively denatured and the catalase would no longer have been able to carry out its metabolic function. When the liver was added to the hydrogen peroxide and detergent solution a reaction would not occur because it would be unable to breakdown the compound to water and oxygen and therefore foam would not form. Although this lab is effective in determining the efficiency of catalase under different substrate concentrations it does have several possible sources of error. First, the detergent is added by means of a medicine dropper.

This poses an error because the volume of each drop is not constant. If some of the drops were larger than others this creates more detergent for the oxygen to react with and in turn, more foam creating the illusion that the enzyme is more effective at that specific substrate concentration than others. Also if there is less volume of detergent emitted the oxygen cannot for as much foam and the enzyme appears less effective. The second source of error is that the hydrogen peroxide was measured in a 10mL graduated cylinder and then transferred to a 100mL graduated cylinder, there is no way to ensure that all of the solutions were transferred from one cylinder to another.

It is inevitable that some of the hydrogen peroxide would have clung to the side of, and remained in the original cylinder the amount that remained in each trial would have been different. Not having all of the hydrogen peroxide be transferred would result in less substrate for the enzyme to breakdown and a lower foam volume for the first two concentrations (2% and 4%) and a slightly higher foam volume for the second two concentrations (6% and 8%).

The third source of error is that some pieces of the liver may have had areas of fat inside them that were not visible and therefore there was less catalase in that piece of liver. This is very likely and if it were the case there would have been fewer enzymes to catalyze the reaction and this would have resulted in a smaller volume of foam causing an inaccurate result.

The second part of the lab showed that temperature had quite an effect on the permeability of beet cells. These cells contain a red dye called betacyanin. When the cell membrane works effectively the dye will not leak out of the cell. The lab showed that at room temperature the membrane remains effective but as the temperature traveled further away from 23°C ( both warmer and colder) the dye began to leak as the membrane failed.

Increased or decreased temperatures will begin to denature the transport and carrier proteins in the cell membrane allowing the betacyanin to travel into the surrounding water. Freezing is a technique used in the preservation of food. By freezing food the function of enzymes is slowed considerably, freezing is also used for several other purposes. One example is the freezing of living tissue this is done for several reasons including organ transplants.

This is done to preserve tissues in the state they are in so that they are viable for the recipients.[16] Another example of freezing for preservation is the freezing of soil. This is done by construction companies to solidify the ground and eliminate any leakages.[17] A third example of freezing is that human reproductive cells can be frozen so that they may be used at a later date. This process has been used to create sperm and egg “banks” so people who may not have otherwise been able to can have children.[18]

Freezing is very common in the food industry and although it may preserve some aspects it does not maintain others. For example, freezing preserves the taste, shape, and texture of the food but it will not preserve the proteins. In fact, as was learned in this lab, freezing temperatures actually denature proteins.[19] Also freezing does not preserve the fat in meat and over time it may go rancid and have a sour smell and taste.[20]

Another problem with freezing food is that ice crystals can form in the food from the liquid that escaped through the denatured cell membrane. These ice crystals may be large and solid enough to damage the cell structures around them.[21] Temperature plays a key role in the efficiency of proteins.

The pH of the solution that the beetroot is placed in has a large effect on the permeability of the cell membrane. The cell leaked a considerable amount of betacyanin when placed in highly acidic solutions. The intensity of the color decreased as the pH approached neutral (Figure 3). This is because like changes in temperature, pH values that are not optimal for the protein will denature it causing it to not function and, in this case, allow betacyanin to leak through.

One source of error is that the color of intensity was judged on a scale of 0-10, the problem with this scale is that it is subjective and was not related back to a fixed sample. Each person sees the color intensity differently and therefore the results are not consistent or as reliable as they would be with a fixed source. A way to fix this error is to use a colorimeter.[22]

The second source of error is in the ripeness of the beetroot. If the beetroot used in this lab was not ripe enough yet or too ripe the proteins may not have been as fully developed or beginning to die and the acid would have been able to denature them with ease therefore the color intensity would have been greater than it should have.

The third source of error is that the betacyanin was more concentrated in some parts of the beetroot. This could be seen by just looking at the beetroot because some sections were darker than others. It is impossible to ensure that all of the beet discs have the same concentration of dye. Depending on how much betacyanin was in the cell it would be able to emit more or less, changing the color intensity that the results were based on. pH also has a large impact on the function of proteins.

In summary, the purpose of this investigation was to examine the realistic effects of increased substrate concentration, changes in temperature, and pH levels on the function of the complex protein structures. The first section proved that an enzyme is more effective in lower concentrations of substrate.

The second part showed that temperature has a large effect on the efficiency of proteins and the permeability of a cell membrane. The last section proved that a decrease in pH also denatures proteins and limits the effect of the membrane. In conclusion, these three factors as well as many others have large effects on how proteins function.

[1] Imgrund, Ryan “Factors Involving Proteins”, 2009.

[2] Di Giuseppe, et al Maurice. Nelson Biology 12. South Melbourne: Nelson Thomson Learning, 2003.

[3] Di Giuseppe, et al Maurice. Nelson Biology 12. South Melbourne: Nelson Thomson Learning, 2003.

[4] Di Giuseppe, et all Maurice. Nelson Biology 12. South Melbourne: Nelson Thomson Learning, 2003.

[5] Di Giuseppe, et alMaurice. Nelson Biology 12. South Melbourne: Nelson Thomson Learning, 2003.

[6] Di Giuseppe, et al Maurice. Nelson Biology 12. South Melbourne: Nelson Thomson Learning, 2003.

[7] Arumugam, Karthik. “Enzymatic Treatment Of Fibers For Nonwovens.” (2005): 30. Web. 2 Oct 2009. <http://www.lib.ncsu.edu/theses/available/etd-08092005-123659/unrestricted/etd.pdf>.

[8] Arumugam, Karthik. “Enzymatic Treatment Of Fibers For Nonwovens.” (2005): 30. Web. 2 Oct 2009. <http://www.lib.ncsu.edu/theses/available/etd-08092005-123659/unrestricted/etd.pdf>.

[9] Imgrund, Ryan “Factors Involving Proteins”, 2009.

[10] Imgrund, Ryan “Factors Involving Proteins”, 2009.

[11] Gamper, Denice. “Investigating Factors That Affect Cell Membrane Permeability.” برنامج البحث الصيفي لمعلمي العلوم. 08 Aug 2009. Web. 3 Oct 2009. <http://www.scienceteacherprogram.org/biology/DGamper09.html>.

[12] Smithson Adair, Gilbert. “The Determination Of Membrane Potentials Of potentials Of Protein Solutions and the Valance of Protien Ions.” Low Temperature Research Station and the Biochemical Laboratory, (1934): n. pag. الويب. 3 Oct 2009. <http://www.pubmedcentral.nih.gov/picrender.fcgi?artid=1253174&blobtype=pdf>.

[13] Kundrotas, Petras. “Optimum pH for protein-protein complexes..” (2006): n. pag. الويب. 3 Oct 2009.

[14] Imgrund, Ryan “Factors Involving Proteins”, 2009

[15] Jones, Peter. “The Catalase-Hydrogen Peroxide System.” (1968): n. pag. الويب. 6 Oct 2009.

[16] Fisher, Robyn. “Cold and cryo-preservation methods for human tissue slices.” Patent Storm (1994): n. pag. الويب. 7 Oct 2009. <http://www.patentstorm.us/patents/5328821/fulltext.html>.

[17] Linde Group, The. “Freezing Soil.” Linde Industrial Gases. 2005. Web. 7 Oct 2009. <http://www.lindegas.com/international/web/lg/com/likelgcom30.nsf/DocByAlias/ind_soil>.

[18] Tucker, Michael J. “The Freezing of Human Oocytes (Eggs).” Georgia Reproductive Specialists (2007): n. pag. الويب. 7 Oct 2009. <http://www.ivf.com/freezing.html>.

[19] Da-Wen, Sun. Handbook of Frozen Food Processing and Packaging. 1st. Boca Raton, FL: Taylor and Feancis Group, 2006. Print.

[20] Zotti, Ed. “Why is refreezing food bad? What exactly is freezer burn?.” (2005): n. pag. الويب. 7 Oct 2009.

[21] Fellows, P.J. Food Processing Technology. 2nd. Boca Raton, FL: Wppdhead Publishing Limited, 2000. Print.

[22] “Colorimeter.” The Lab Depot. 2007. Red Clay Interactive, Web. 7 Oct 2009. <http://www.labdepotinc.com/c-454-colorimeter.php>.

تم الاستشهاد بالأعمال

Arumugam, Karthik. “Enzymatic Treatment Of Fibers For Nonwovens.” (2005): 30. Web. 2 Oct

“Colorimeter.” The Lab Depot. 2007. Red Clay Interactive, Web. 7 Oct 2009.

Da-Wen, Sun. Handbook of Frozen Food Processing and Packaging. 1st. Boca Raton, FL:

Taylor and Feancis Group, 2006. Print.

Di Giuseppe, et al Maurice. Nelson Biology 12. South Melbourne: Nelson Thomson Learning,

Fellows, P.J. Food Processing Technology. 2nd. Boca Raton, FL: Wppdhead Publishing Limited,

Fisher, Robyn. “Cold and cryo-preservation methods for human tissue slices.” Patent Storm

(1994): n. pag. الويب. 7 Oct 2009. <http://www.patentstorm.us/patents/5328821/fulltext.html>.

Gamper, Denice. “Investigating Factors That Affect Cell Membrane Permeability.” صيف

Research Program for Science Teachers. 08 Aug 2009. Web. 3 Oct 2009.

Imgrund, Ryan “Factors Involving Proteins”, 2009.

Jones, Peter. “The Catalase-Hydrogen Peroxide System.” (1968): n. pag. الويب. 6 Oct 2009.

Kundrotas, Petras. “Optimum pH for protein-protein complexes..” (2006): n. pag. الويب. 3 Oct 2009.

Linde Group, The. “Freezing Soil.” Linde Industrial Gases. 2005. Web. 7 Oct 2009.

Smithson Adair, Gilbert. “The Determination Of Membrane Potentials Of potentials Of Protein

Solutions and the Valance of Protien Ions.” Low Temperature Research Station and the Biochemical Laboratory, (1934): n. pag. الويب. 3 Oct 2009. <http://www.pubmedcentral.

Tucker, Michael J. “The Freezing of Human Oocytes (Eggs).” Georgia Reproductive Specialists

(2007): n. pag. الويب. 7 Oct 2009. <http://www.ivf.com/freezing.html>.

Zotti, Ed. “Why is refreezing food bad? What exactly is freezer burn?.” (2005): n. pag. الويب. 7 Oct 2009

ساعدنا في إصلاح ابتسامته بمقالاتك القديمة ، فهذا يستغرق ثوانٍ!

-نحن نبحث عن المقالات والمختبرات والواجبات السابقة التي نجحت فيها!

المنشورات ذات الصلة

There are many side effects associated with the use of steroids. Some steroids lead to&hellip

What is tundra? World’s coldest and driest biomes Located at latitudes 55° to 70° North(&hellip

Proteins in the human body have a wide range of functions which include: Hormones (insulin,&hellip

The Cobra’s venom consists mainly of neutroxins, however it also contains a variety of cardiotoxic&hellip

An enzyme is described as a biological catalyst that speeds up the rate of a&hellip

المؤلف: وليام أندرسون (فريق التحرير مساعد العمل المدرسي)

مدرس وكاتب مستقل. مدرس علوم وعشاق المقالات. آخر مراجعة للمادة: 2020 | مؤسسة سانت روزماري © 2010-2021 | المشاع الإبداعي 4.0


شاهد الفيديو: أثر درجة الحرارة على سرعة التفاعل The effect of temperature on rate of reaction (شهر نوفمبر 2022).