معلومة

ما هو هذا السائل الأحمر الذي تنتجه مستعمرة فطرية؟

ما هو هذا السائل الأحمر الذي تنتجه مستعمرة فطرية؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

في جرة ، حيث كان لدي بعض نباتات الأوركيد ، بدأت الفطريات في النمو منذ بضعة أيام. أزلت النباتات وتركت الفطريات تتوسع وتنمو أكثر. بعد بضعة أيام ، بدأت قطرات حمراء في الظهور على سطح الجسم الفطري (الصور أدناه).

هل يعرف أحد ما يمكن أن يكون هذا أو يتعرف على الفطريات؟ هل هو مضاد حيوي أم شيء آخر؟


مختبر علم الأحياء الدقيقة عملي

يستخدم اختبار كيربي باور لتحديد فاعلية المضادات الحيوية على العامل الممرض عن طريق قياس منطقة قطر التثبيط حول القرص (منطقة واضحة) ومقارنتها بمخطط قياسي للمضادات الحيوية لتحديد ما إذا كان العامل الممرض مقاومًا أم حساسًا / حساسًا أم وسيط للمضاد الحيوي.

تقتل المطهرات الأشكال النباتية للبكتيريا ، لكن لا تقتل الأشكال الداخلية. سامة للإنسان.

تلقيح الكائنات الحية الدقيقة على صفائح TSA مع S. بعد الحضانة ، قم بقياس قطر المنطقة الواضحة (منطقة التثبيط) وسجل النتائج.

كانت البكتيريا الجرام (+) أكثر عرضة للمطهرات والمطهرات.

1. تنقسم لوحة ضخ قلب الدماغ إلى 4 أقسام:
أ) الحمض النووي فقط
ب) خلايا Str S.
ج) خلايا Str R (تحكم إيجابي)
د) خلايا Str S + DNA = يحدث التحول هنا

2. مراقبة لوحة BHI. لا يوجد نمو في قسم نمو في جميع الأقسام الأخرى. احصل على لوحة TSY الجديدة الملقحة بالستربتومايسين (مضاد حيوي) وقسمها إلى 3 أقسام:
ب) خلايا Str S.
ج) خلايا Str R (تحكم إيجابي)
د) خلايا Str S + DNA = يحدث التحول هنا

2. المكورات العنقودية الذهبية: عناقيد المكورات الجرام (+). لون المستعمرة أصفر. اهوائي مخير. تخمير الجلوكوز الإيجابي. اختبار تجلط الدم الإيجابي.

3. حب الشباب Proprionibacterium: قضبان غرام (+). لون المستعمرة صغير جدا ، أبيض / وردي. الالتزام اللاهوائي. تخمير الجلوكوز الإيجابي. لا حاجة لاختبار تجلط الدم.

1) المستعمرات الصفراء والأجار الأصفر هو (+) مخمر
-س. المذهبة
2) المستعمرات الوردية والأجار الأحمر (-) مخمر
-س. البشرة

2) مراقبة لوحة أجار الدم لانحلال الدم بيتا وألفا. تحضير صبغة جرام للمستعمرات المذكورة أعلاه وابحث عن سلاسل ثنائية أو سلاسل cocci. تشير هذه إلى المكورات العقدية.

3) لكل مستعمرة يبدو أنها Streptococcus ، قم بإجراء الاختبارات التالية عن طريق التلقيح:
- طبق أجار الدم مع باسيتراسين (بيتا) وأقراص المضادات الحيوية أوبتوشين (ألفا / جاما)
-ميل الاسكولين الصفراوي
- ملح ملح كلوريد الصوديوم

4) مراقبة لوحة أجار الدم مع قرص المضادات الحيوية باسيتراسين لقرص المضادات الحيوية بيتا و optochin لألفا / جاما. قياس قطر منطقة التثبيط. إذا كان أكثر من 14 مم ، فإن البكتيريا تكون عرضة للإصابة.


مراجعة المادة

  • 1 قسم الزراعة المستدامة ، مركز TERI-Deakin Nanobiotechnology ، معهد الطاقة والموارد ، Gurugram ، الهند
  • 2 كلية علوم الحياة والبيئة ، جامعة ديكين ، جيلونج ، مركز فيينا الدولي ، أستراليا

أثار القلق المتزايد بشأن الآثار الضارة للملونات الاصطناعية على كل من المستهلك والبيئة اهتمامًا قويًا ببدائل التلوين الطبيعية. نتيجة لذلك ، يتزايد الطلب العالمي على الملونات ذات الأصل الطبيعي بسرعة في قطاعات الأغذية ومستحضرات التجميل والمنسوجات. تتمتع الملونات الطبيعية بالقدرة على استخدامها في مجموعة متنوعة من التطبيقات الصناعية ، على سبيل المثال ، مثل الأصباغ للركائز النسيجية وغير النسيجية مثل الجلد والورق والدهانات والطلاء ومستحضرات التجميل والمضافات الغذائية. تعتبر الأصباغ والملونات التي يتم إنتاجها من خلال النباتات والميكروبات هي المصدر الأساسي الذي تستغلّه الصناعات الحديثة في الوقت الحالي. من بين المصادر الأخرى غير التقليدية ، من المعروف أن الفطريات الخيطية خاصة الفطريات الفطرية والفطرية القاعدية (الفطر) ، والأشنات (الارتباط التكافلي للفطر مع الطحالب الخضراء أو البكتيريا الزرقاء) معروفة بإنتاج مجموعة غير عادية من الألوان بما في ذلك عدة فئات كيميائية من الأصباغ مثل مثل الميلانين ، الآزافيلون ، الفلافين ، الفينازين ، والكينين. تسعى هذه المراجعة إلى التأكيد على الفرصة التي تتيحها الأصباغ الموجودة بشكل طبيعي في الفطريات كبديل أخضر قابل للتطبيق للمصادر الحالية. تقدم هذه المراجعة مناقشة شاملة حول قدرة الموارد الفطرية مثل النباتات الداخلية ، والنباتات الملحية ، والفطريات التي تم الحصول عليها من مجموعة أو مصادر مثل التربة ، والرواسب ، وأشجار المانغروف ، والبيئات البحرية. الدافع الرئيسي للاهتمام بالفطريات كمصدر للأصباغ ينبع من العوامل البيئية والمناقشة هنا ستمتد حول تقدم تقنيات الاستخراج الخضراء المستخدمة لاستخراج الأصباغ داخل الخلايا وخارجها. يتطلب البحث عن المركبات ذات الأهمية نهجًا متعدد التخصصات وتقنيات مثل الأيض والهندسة الأيضية ومقاربات التكنولوجيا الحيوية التي لديها القدرة على التعامل مع التحديات المختلفة التي تواجهها صناعة الأصباغ.


5 أنواع رئيسية من الاستنساخ (مع رسم بياني)

منذ العصور القديمة ، من المعروف أن مجموعة متنوعة من الميكروبات مثل البكتيريا والخميرة (الفطريات) تساعد في صنع عدد كبير من المنتجات ، على سبيل المثال ، حمض اللاكتيك ، والإيثانول ، والخل ، والجبن ، وما إلى ذلك ، كما أنها مفيدة صناعيًا أيضًا. مواد مثل الأميليز والبروتياز والمضادات الحيوية المنقذة للحياة مثل البنسلين والتتراسيكلين.

يمكن أيضًا إنتاج بروتينات الخلية بواسطة الميكروبات (البكتيريا والفطريات). تم تطوير العديد من السلالات المحسنة من هذه الميكروبات باستخدام المسوخ والتقنيات التقليدية الأخرى.

اليوم ، تُستخدم تقنيات استنساخ الجينات والهندسة الوراثية بشكل عام لتحسين السلالات الميكروبية المفيدة للعديد من الأغراض:

(أ) لإنتاج مركبات مفيدة مثل الإنزيمات والفيتامينات على نطاق واسع.

(ب) يمكن تصميمها لإنتاج العديد من المنتجات المفيدة صيدلانيًا مثل الأنسولين البشري (على سبيل المثال ، في Escherichia coli) والإنترفيرون وهرمون النمو البشري واللقاحات الفيروسية.

(ج) يتم استخدام العديد من السلالات الميكروبية في الصناعات المختلفة لأداء العديد من الوظائف المهمة مثل إزالة اللجنين غير المرغوب فيه (مثل Trametes).

(د) يمكن استخدام الميكروبات (على سبيل المثال ، البكتيريا المتراكمة للمعادن الثقيلة مثل Pseudomonas) لتنقية البيئة الملوثة (تسمى المعالجة الحيوية).

(هـ) بعض الميكروبات مثل Trichoderma (فطر) و Rhizobium (بكتيريا) تستخدم في المكافحة الحيوية (ضد أمراض النبات والآفات) وكأسمدة حيوية على التوالي.

في عملية استنساخ الحمض النووي ، يتم إدخال أجزاء من DNA حقيقية النواة في الخلايا البكتيرية ، والتي يتم نموها بعد ذلك في مستعمرات فردية على طبق مستنبت.

عندما تتكاثر الخلية لتشكل مستعمرة ، يتم تكرار جزيء الحمض النووي الفردي المأخوذ من قبل مؤسس المستعمرة بشكل متكرر بواسطة الإنزيمات الموجودة في الخلايا البكتيرية بحيث يكون عدد نسخ التسلسل الأجنبي بنهاية فترة النمو تم تضخيمه بشكل كبير.

لذلك ، يمكن استخدام الاستنساخ كتقنية لإنتاج كميات كبيرة من تسلسل DNA معين ، ولكن الأهم من ذلك ، أنه يمكن استخدامه كتقنية لعزل أي جزء محدد من الحمض النووي ، في شكل نقي تمامًا ، بين مجموعة كبيرة غير متجانسة من السكان من جزيئات الحمض النووي.

النوع 2. استنساخ الجينات:

الهدف من تقنية الاستنساخ هو إدخال نسخة من جزء DNA حقيقي النواة إلى خلية بكتيرية متلقية في ظل ظروف تتكاثر فيها بشكل مستقل عن الكروموسوم المضيف. من أجل الحصول على هذا الهدف ، يجب ربط الحمض النووي حقيقي النواة بالحمض النووي للناقل الذي يتكاثر عادة داخل بيئة بكتيرية.

الناقل الأكثر شيوعًا المستخدم في إجراءات الاستنساخ هو البلازميد البكتيري. يتم استخدام البلازميدات على النحو التالي: البلازميدات عبارة عن جزيئات DNA إضافية غير أساسية للكروموسومات موجودة في العديد من البكتيريا.

مثل الكروموسوم البكتيري الرئيسي ، فهي عبارة عن دوائر مزدوجة الشريطة ، لكنها أصغر بكثير وذات تكوين جيني متغير. نظرًا لأن البلازميدات والحمض النووي للكروموسومات لها خصائص فيزيائية مختلفة جدًا ، فيمكن فصلها بسهولة عن بعضها البعض.

يتم إدخال الحمض النووي الغريب المراد استنساخه في البلازميد لتشكيل جزيء الحمض النووي المؤتلف. ثم يضاف هذا البلازميد المعدل إلى مزرعة بكتيرية مثل DNA عارية ، وفي وجود CaCl2، ستلتقط نسبة صغيرة من البكتيريا أحد هذه الجزيئات من الوسط. بمجرد تناول البلازميد ، سوف يتكاثر بشكل مستقل داخل المتلقي وسيتم نقله إلى نسله أثناء انقسام الخلية.

تم عزل مجموعة متنوعة من البلازميدات ، يحمل العديد منها جينات لمقاومة المضادات الحيوية. إذا تمت إضافة هذه البلازميدات إلى مزرعة بكتيرية وعولجت الخلايا بعد ذلك بمضادات حيوية معينة ، فإن هذه البكتيريا فقط التي تناولت البلازميد ستكون قادرة على البقاء على قيد الحياة.

كيف يتم دمج الحمض النووي للناقل مع هذا الشكل من جينوم حقيقيات النوى؟ يمكن تشكيل جزيئات الحمض النووي المؤتلف بعدة طرق.

يمكن بناء الحمض النووي المؤتلف بين شظايا الحمض النووي التي لها نهايات حادة. يمكن القيام بذلك عن طريق إضافة سلسلة من النيوكليوتيدات الحاملة لـ A أو C إلى خيط واحد من الجزء وسلسلة مكملة من النيوكليوتيدات الحاملة لـ T أو G إلى الشريط المقابل للناقل ، وخلط المجموعتين ، والختم الجزيئات التي تحتوي على ligase.

استنساخ الشظايا الجينومية:

عند العمل مع الحمض النووي الجينومي ، يتعين على المرء أن يعزل جينًا أو جينات معينة ، مثل تلك التي ترمز للهستونات ، من بين آلاف التسلسلات غير ذات الصلة. تتمثل الخطوة الأولى في هذا النوع من التجارب في تفتيت الحمض النووي باستخدام نوكليازات مقيدة.

تتعرف هذه الإنزيمات على متواليات من 4 إلى 6 نيوكليوتيدات في الطول. بمجرد تجزئة الحمض النووي ، يتم دمج الأجزاء مع الحمض النووي للناقل ، وتخضع المجموعة المتنوعة من جزيئات الحمض النووي المؤتلف لعملية استنساخ الحمض النووي. نظرًا لأن خلية بكتيرية معينة تشغل بلازميدًا واحدًا فقط ، فستحتوي جميع خلايا مستعمرة معينة على نسخ من جزيء الحمض النووي المؤتلف نفسه.

اكتب # 3. استنساخ الخلايا:

تكون الخلية البكتيرية في نفس الوقت هي الخلية الجسدية والخلية الجرثومية. بعد اختيار بكتيريا واحدة ، يمكن للمرء أن ينمي أعدادًا كبيرة من الخلايا ، وكلها متطابقة في علم التشكل والكيمياء الحيوية. في أوقات المودم عن طريق تقنيات الاستزراع المكرر ، أصبح استنساخ الخلايا ممكنًا ، ونمت التجمعات النقية للخلايا من خلية معزولة واحدة.

أصغر وحدات نباتية قابلة للحياة يمكن للمرء أن يتصورها في الوقت الحاضر حيث أن التكاثر والنمو والتطور في الثقافة هي خلية واحدة. أنشأ العديد من العمال طريقة من شأنها أن تسمح بنمو أعضاء وأنسجة نباتية معزولة في المختبر وفي المزرعة.

عمليا جميع النباتات كاملة القدرة ولكن في الحيوانات فقط البويضة المخصبة والخلايا الجذعية في الكيسة الأريمية الجنينية هي كاملة القدرة.

اكتب # 4. استنساخ النبات:

القدرة الكاملة الخلوية هي قدرة الخلايا الناضجة على إظهار أنه عند تحريرها من الجسم النباتي ، لديها القدرة على إعادة تنظيم نفسها في الأفراد الجدد. أظهر ستيوارد وزملاؤه هذه الظاهرة في ثقافات الجزرة. هنا تم زراعة القطع الصغيرة من جذر الجزر الناضج في وسط سائل مكمل بحليب جوز الهند في حاويات خاصة.

اهتزت هذه الثقافات بشكل عام مما حرر جميع مجموعات الخلايا في الوسط. تطور بعضها إلى تكتلات جذرية. عندما تم نقلها إلى الأنابيب التي تحتوي على وسط شبه صلب ، أدت إلى ظهور نبات كامل يزهر ويضع البذور.

اكتب # 5. الاستنساخ العضوي:

من سمات التكاثر الخضري أن الجزء الخضري ، عند إزالته من النبات ووضعه في ظروف مناسبة ، سيحل محل الأجزاء المفقودة وينتج فردًا كاملاً. كان من الممكن زراعة عدة أنواع من الأعضاء النباتية في مزرعة معقمة بما في ذلك الجذور ، القرود ، الأوراق ، الأجزاء الزهرية والفواكه.

تختلف المتطلبات الغذائية لمثل هذه الزراعة العضوية اختلافًا كبيرًا من نوع إلى آخر ووفقًا لنوع العضو المعني ولكن يمكن التعرف على متطلبات عامة معينة.

النباتات العليا السليمة ذاتية التغذية ، أي أنها قادرة على تصنيع جميع المواد العضوية اللازمة لحياتها من الماء وثاني أكسيد الكربون والأكسجين والمغذيات المعدنية. ولكن نظرًا لأن معظم الثقافات المعقمة غير قادرة على الاستمرار في عملية التمثيل الضوئي ، فمن الواضح أنها ستتطلب على الأقل مصدرًا للكربون ، يتم توفيره عادةً على شكل سكر مثل السكروز أو الجلوكوز.

بالإضافة إلى ذلك ، تتطلب المزارع المعقمة نفس العناصر الغذائية المعدنية مثل النبات السليم ، بما في ذلك كل من المغذيات الكبيرة (مثل النيتروجين والفوسفور والبوتاسيوم والكالسيوم) والمغذيات الدقيقة أو العناصر النزرة (على سبيل المثال ، Mg ، Fe ، Mn ، Zn ، إلخ).

بالإضافة إلى متطلبات مصدر الكربون والمغذيات المعدنية ، وجد أن معظم الأعضاء المعزولة تحتاج أيضًا إلى بعض المواد العضوية الخاصة ، مثل الفيتامينات وحمض النيكوتين ، إلخ.

يتم تطبيق هذا النوع من التكاثر على نطاق واسع على النباتات ذات الأهمية البستانية. عادة ما يشير إليه علماء البستنة على أنه تكاثر نباتي. ميزتها العملية هي أن فردًا واحدًا يمكن أن ينتج عددًا كبيرًا من النباتات التي ستكون موحدة لأن جميعها لها نفس التركيب الجيني ، أو النمط الجيني.

تسمى هذه المجموعة من النباتات المشتقة من نبات واحد عن طريق التكاثر الخضري بالنسخة. في أيامنا هذه ، يعد الاستنساخ العضوي ممارسة شائعة لتطوير الحيوانات المستنسخة & # 8217 من نباتات البستنة وكذلك نباتات الغابات.

تنتج العديد من بساتين الفاكهة أزهارًا جميلة على نباتات مستنسخة. قام العلماء بهندسة وراثية لنباتات المحاصيل المهمة من الناحية الزراعية. يمكن تحقيق الإنتاج السريع لمثل هذه النباتات باستخدام الخلايا الإنشائية الانقسام النشط ، والتي تحدث عند قمم جذر النبات.

بالنسبة للزراعة ، تم إنتاج محاصيل مقاومة للأمراض ، والجفاف ، وآفات الحشرات ، وكذلك المحاصيل التي تتحمل مبيدات الأعشاب بنجاح عن طريق التلاعب الجيني.

أصبحت الأغذية المعدلة وراثيًا (GMF) ، مثل الأرز الغني بفيتامين أ وبذور البقول الغنية باللايسين ، مكونات شائعة في الغذاء الأساسي للإنسان.


إنتاج Alkaline Cellulase بواسطة الفطريات المعزولة من غابة مطيرة غير مضطربة في بيرو

تم عزل الفطريات القلوية المنتجة للسيليلاز من تربة غابة مطيرة غير مضطربة في بيرو. تم استخدام طريقة صفيحة تخفيف التربة لتعداد وعزل الفطريات السليلوليتية سريعة النمو على وسط انتقائي غني. تم أخيرًا اختيار 11 من أصل 50 مستعمرة مورفولوجية مختلفة باستخدام مقايسة مقاصة اللوحة مع CMC كركيزة عند قيم pH مختلفة. أنتجت جميع السلالات الـ 11 سليلاز في مزرعة سائلة مع أنشطة عند قيم الأس الهيدروجيني القلوية دون انخفاض واضح منها مما يشير إلى أنها منتجة سليولاز قلوية حقيقية. فطر الرشاشيات ص. LM-HP32 ، بنسيليوم ص. LM-HP33 و بنسيليوم ص. كان LM-HP37 أفضل منتجي FP cellulase (& gt3 U mL −1) مع إنتاجية محددة أعلى (& gt30 U g −1 h −1). تم العثور على ثلاث سلالات مناسبة لتطوير عمليات إنتاج السليلوز القلوي. تعتبر التربة من غابات الأمازون المطيرة مصادر جيدة للفطريات الصناعية ذات الخصائص الخاصة. نتائج هذه الدراسة ذات أهمية تجارية وبيولوجية. يمكن استخدام السيليلاز القلوي في تلميع وغسل معالجة الدنيم في صناعة النسيج.

1 المقدمة

تعد الكتلة الحيوية للنبات واحدة من أكثر الموارد المتجددة وفرة للعديد من الأغراض ، وهي تتكون أساسًا من ثلاثة أنواع من البوليمرات: السليلوز ، والهيميسليلوز ، واللجنين المتشابكة بشدة والمترابطة كيميائيًا بواسطة قوى غير تساهمية وعن طريق الروابط التساهمية. يجعل التركيب البوليمري الجزيئي الصلب والمعقد للكتلة الحيوية السليلوزية مادة اللجنوسليلوز شديدة المقاومة للهجوم الكيميائي ، والذوبان ، والتحويل الحيوي. إجراءات المعالجة الفيزيائية أو الكيميائية التي تكسر الهياكل اللجنوسليلوزية وبالتالي تعزز الوصول الأنزيمي مطلوبة لتحويل الكتلة الحيوية إلى العديد من المنتجات الحيوية المحتملة [1 ، 2]. يتضمن التحلل المائي الأنزيمي لمواد السليلوز إجراءات تآزرية للسليلاز وكذلك الزيلانازات والإنزيمات الأخرى [3 ، 4]. إنزيمات السليولاز هي إنزيمات مكلفة نسبيًا ، وسيكون التخفيض الكبير في التكلفة أمرًا مهمًا لاستخدامها التجاري. يتم إنتاج معظم السليولازات الصناعية عن طريق الفطريات في عملية التخمير المغمورة. Trichoderma reesei هي أهم الأنواع الفطرية المستخدمة في إنتاج السليولاز على الرغم من أنها تنتج مستويات منخفضة من β-جلوكوزيداز [5]. بعض فطر الرشاشيات تعتبر الأنواع أيضًا من منتجي السليلاز المهمين مع مستويات أعلى من β-جلوكوزيداز من T. reesei [6].

يعد استخدام الإنزيمات لمعالجة ألياف القطن كبديل للطرق الكيميائية والفيزيائية مثل استخدام القلويات والغسيل بالحجارة حديثًا نسبيًا وقد ثبت أنه أكثر فاعلية لأنه ينتج عنه تآكل أقل على القماش فهو أرخص وأقل تكلفة. التأثير البيئي [7]. في التنظيف الأنزيمي ، تم تقييم استخدام البكتينازات والسليولاز والبروتياز ووجد تأثيرًا تآزريًا بينهم. خليط السليولاز والبكتينازات هو الأكثر فعالية [8]. يتم إجراء التنظيف الأنزيمي عند درجة حموضة متعادلة [7] ، وعلى الرغم من وجود البكتينازات التي تعمل على النحو الأمثل عند هذا الرقم الهيدروجيني ، فإن معظم السليولازات التجارية لها نشاط مثالي عند درجة الحموضة الحمضية. لذلك ، تم إجراء المعالجة المتسلسلة عن طريق ضبط ألياف الأس الهيدروجيني في كل مرحلة [8]. تم العثور مؤخرًا على السليولاز مع النشاط الأمثل عند درجة الحموضة المحايدة إلى القلوية ، ويتم دمجها تدريجيًا في عمليات معالجة الألياف ، خاصة في تلميع وغسل معالجة الدنيم لأن الأس الهيدروجيني القلوي أو المحايد يقلل من دعم النسيج [9-11]. علاوة على ذلك ، لوحظ أن السليلوز المحايد أقل عدوانية من ارتداء ألياف القطن ويفضل على عكس السليلوز الحمضي [10]. تم التعرف على السليلازات المحايدة والقلوية وعزلها من البكتيريا [9 ، 12 ، 13] والفطريات [10 ، 14] ، والتنقيب عن كائنات دقيقة جديدة مستمر.

كما ذكر أعلاه ، سيزداد الطلب على إنزيمات جديدة لتطوير عمليات آمنة بيئيًا في صناعة النسيج بسبب المتطلبات التنظيمية المعتمدة في معظم البلدان. قد يساعد التنقيب البيولوجي عن سليلوز قلوي جديد ينتج كائنات دقيقة من بيئات أقل دراسة في تحقيق هذه الغاية. تعد بيرو بلدًا متنوعًا ولديها ثراء واسع جدًا في التنوع الميكروبي ولكن القليل من الدراسة والاستغلال. لذلك ، في هذا العمل ، تم عزل فطريات التربة الأمازونية من غابة مطيرة غير مضطربة في بيرو واختبار قدرتها على إنتاج السليلوز القلوي الذي يمكن استخدامه في تلميع وغسل معالجة الدنيم لصناعة النسيج.

2. المواد والأساليب

2.1. موقع أخذ العينات

تم جمع عينات التربة في خمس نقاط عينة من غابة Macuya غير المضطربة ، بالقرب من Pucallpa ، بيرو ، الواقعة عند خط عرض 8 ° 27′28.55′′S وخط الطول 74 ° 53′44.33′′W. كان متوسط ​​درجة حرارة التربة 24.8 درجة مئوية ، وتفاوت الأس الهيدروجيني لعينات التربة بين 6.5 و 7.0.

2.2. عينات من التربة

في كل نقطة عينة تبلغ 1 م 2 تمت إزالة فضلات الأوراق وتم قطع 1 كجم تقريبًا من التربة من أعلى 20 سم باستخدام مجرفة صغيرة وسكين وقسمت إلى خمس عينات 200 جم. تم وضع العينات الخالية من مخلفات النباتات والأحجار في زجاجات بلاستيكية وتبريدها لنقلها. تم تجانس التربة يدويًا عن طريق الخلط الدقيق. تم بعد ذلك تجميد عينات التربة عند -20 درجة مئوية. تم غسل وتعقيم جميع الأدوات والمواد المستخدمة [15].

2.3 الفحص الأولي

تم استخدام التخفيفات التسلسلية لعينات التربة التجريبية باستخدام الماء المقطر المعقم لعزل الفطريات على وسط غربلة أجار. تحتوي هذه الوسيلة ، لكل لتر ، على 1 جرام كربوكسي ميثيل سلولوز (CMC) ، 0.5 جرام زيلوز ، 1 جرام ببتون ، 1 جرام مستخلص الخميرة ، 0.5 جرام كلفن2HPO40.5 جرام MgSO4

7 ح2O، 5 مجم FeSO4 7 ح2O، 1.6 مجم MnSO4 2 ح2O، 1.4 مجم ZnSO4 7 ح2O ، 2 مجم CoCl2 6 ح2O ، و 15 غ أجار. تم تعديل الأس الهيدروجيني للوسط إلى 5.5 باستخدام محلول 1 N NaOH أو 1 N HCl. بعد التعقيم ، تمت إضافة أوكسي تتراسيكلين إلى تركيز نهائي قدره 100 ميكرومترز مل −1. تم تحضين الصفائح الملقحة عند 28 درجة مئوية لمدة خمسة أيام. تم عزل وتنقية المستعمرات المختارة على ألواح أجار دكستروز البطاطس (PDA) وحفظها على مائل PDA عند 4 درجات مئوية.

2.4 الفحص الثانوي

تم تطوير مقايسة المقاصة نصف الكمية بناءً على الطريقة السابقة لـ Teather and Wood [16]. لهذا الغرض ، تم الاستغناء عن نفس وسيط فحص الأجار بدون الزيلوز والأوكسي تتراسيكلين في أطباق ELISA المعقمة ذات القاع المسطح 96-Well Labsystem (LabSource ، Arbor ، IL ، الولايات المتحدة الأمريكية) ، كل بئر يحتوي على 150 ميكرومترمتوسط ​​الفرز L أجار. تم زرع كميات صغيرة من الجراثيم الفطرية فوق كل بئر وحضنت عند 28 درجة مئوية لمدة 72 ساعة. تم استخدام أربعة مكررات لكل عزلة فطرية. تمت إزالة محتوى كل بئر (بعد التحقق من نمو الكائنات الحية الدقيقة) بطريقة معقمة مع ثقب ووضعها على ألواح زجاجية مصممة خصيصًا (300 سم 2) تحتوي على وسائط صلبة من الركيزة الإنزيمية [17].

تحتوي الوسائط الصلبة للركيزة الإنزيمية ، لكل لتر منظم ، على 5 جم CMC و 15 جم أجار. تم استخدام الأس الهيدروجيني 4.8 و 7.4 و 8.4 و 9.4 و 0.05 مول لتر سيترات ومحلول ملحي للفوسفات و barbital-HCl و glycine-NaOH العازلة ، على التوالي. تم تقييم نشاط الإنزيم بعد 4 ساعات من الحضانة عند 50 درجة مئوية في غرفة رطبة عن طريق إغراق الألواح بمحلول مائي من 1 مجم مل من أحمر الكونغو لمدة 15 دقيقة. تم بعد ذلك سكب محلول الكونغو الأحمر ، وعولجت الألواح أيضًا عن طريق الغمر بـ 1 جزيء جرامي من L - 1 NaCl لمدة 15 دقيقة. تم قياس قطر المناطق الصافية وتم أخذها كمؤشر على نشاط السليولاز.

2.5 إنتاج السليولز في الثقافة السائلة

تم غسل أبواغ السلالات المختارة من ألواح PDA لمدة 5 أيام مع 10 مل من محلول Tween 80 بنسبة 0.1 ٪ (حجم / حجم) ، وتم استخدام هذا المعلق (1 × 10 6 جراثيم لكل مل) كلقاح. يحتوي وسط إنتاج السليولز للنمو وإنتاج السليولاز على التركيبة التالية: KH2ص4 2 جم لتر -1 (NH4)2وبالتالي4 1.4 غ لتر -1 يوريا 0.3 غ لتر -1 كلوريد الكالسيوم2 2 ح2O 0.3 جم L 1 MgSO4 7 ح2O 0.3 جم L −1 ببتون 1 جم L −1 توين 80 0.2٪ (حجم / حجم) FeSO4 7 ح2O 5 مجم لتر −1 MnSO4 2 ح2O 1.6 مجم لتر −1 ZnSO4 7 ح2O 1.4 مجم لتر -1 CoCl2 6 ح2O 2 مجم L1 وإما اللاكتوز 10 جم L −1 أو 20 ميكرون من السليلوز الجريزوفولفين 10 جم L 1. تم تعديل الأس الهيدروجيني للوسط إلى 5.5 باستخدام محلول 1 N NaOH أو 1 N HCl. تم تلقيح كل دورق سعة 250 مل يحتوي على وسط إنتاج 70 مل مع 3٪ (حجم / حجم) من المعلق البوغ أعلاه. تم تحضين جميع القوارير الملقحة عند 28 درجة مئوية في حمام شاكر عند 175 دورة دقيقة -1 لمدة 72 ساعة. تم أخذ ثلاث مكررات في جميع الحالات. تم طرد الثقافات عند 3000 دورة في الدقيقة -1 لمدة 20 دقيقة تم استخدام المواد الصلبة لتحديد الكتلة الحيوية ، واستخدمت المواد الطافية لنشاط الإنزيم وتحديد البروتين القابل للذوبان.

2.6. تحديد الكتلة الحيوية

بالنسبة لزراعة اللاكتوز ، تم تحديد الكتلة الحيوية عن طريق قياس وزن الخلية الجافة. بالنسبة لمزارع السليلوز ، تم تحديد الكتلة الحيوية بشكل غير مباشر عن طريق قياس البروتين داخل الخلايا الموجود على النحو التالي: تم طحن المواد الصلبة المستنبتة في ملاط ​​بالنيتروجين السائل. تم تعليق الكتلة الحيوية المسحوقة برفق في 5 مل من المخزن المؤقت للاستخراج (0.01 مول لتر −1 Tris HCL pH8 0.001 مول L −1 EDTA ، 2 ٪ (وزن / حجم) بولي فينيل بوليبيروليدون ، دوامة ، وطرد مركزيًا عند 8000 دورة في الدقيقة لمدة 30 دقيقة عند 4 درجات مئوية ثم تم جمع المادة الطافية [18] وتم ترسيب المواد الطافية باستخدام ميثانول كلوروفورم بعد إجراء Wessel and Fluegge [19] وتم خلط عينات البروتين على التوالي مع الميثانول (4 مجلدات) والكلوروفورم (حجم واحد) والماء المقطر (3). الأحجام) والطرد المركزي عند 14000 دورة في الدقيقة -1 عند 4 درجات مئوية لمدة دقيقتين. تمت إزالة الطور العلوي بعناية ، وتمت إضافة 3 أحجام من الميثانول متبوعًا بالطرد المركزي عند 14000 دورة في الدقيقة -1 لمدة دقيقتين. تم تجفيف الحبيبات بالهواء عند درجة حرارة الغرفة ثم أعيد تعليقها في محلول ملحي فوسفاتي تم تقدير تركيز البروتين باستخدام إجراء لوري وآخرون [20].

2.7. نشاط السليولاز

تم تحديد Cellulase ، كنشاط ورق الترشيح (FPA) ، وفقًا لـ 96 ميكرومترطريقة L القائمة على الصفيحة الدقيقة (MPB) التي وصفها Xiao et al. [21] مع بعض التعديلات. في السابق ، تم اختبار طريقة FPA القياسية [22] لتقييم حساسية وإمكانية تكرار نتائج طريقة MPB. أظهرت التحليلات الإحصائية أن أنشطة السليوليز التي تم تحديدها باستخدام طريقة MPB لم تكن مختلفة بشكل كبير عن الأنشطة التي تم قياسها باستخدام FPA القياسي (النتائج غير معروضة).

تم إجراء اختبار MPB على النحو التالي: 32 ميكرومترتمت إضافة قسامة L من عينة إنزيم المزرعة المخففة إلى آبار UltraFlux PCR (LabSource ، Arbor ، IL ، الولايات المتحدة الأمريكية) التي تحتوي على قرص ورق مطوي قطره 7 مم (Whatman N ° 1) و 64 ميكرومترL من 0.05 مول L − 1 المخزن المؤقت المقابل (الرقم الهيدروجيني 4.8 أو 7.4 أو 8.4 أو 9.4). بعد الحضانة عند 50 درجة مئوية لمدة 60 دقيقة ، 100 ميكرومترتمت إضافة L من كاشف DNS إلى كل لوحة بئر وحضنت عند 95 درجة مئوية لمدة 5 دقائق. بعد تطوير اللون ، 160 ميكرومترتم نقل قسامة L من كل عينة إلى آبار أطباق ELISA المسطحة ذات القاع المسطح 96 نظام Labsystem (LabSource ، Arbor ، IL ، الولايات المتحدة الأمريكية) تحتوي على 85 ميكرومترL المقطر H2تم قياس O والامتصاصية عند 540 نانومتر في قارئ لوحة Rayto RT-2100C (Rayto Life and Analytical Sciences ، Nanshan ، Shenzhen ، الصين). وفقًا لتوصيات IUPAC [22] ، فإن إنزيم فارغ (32 ميكرومترقسامة L من الانزيم المخفف و 64 ميكرومترL عازلة) وركيزة فارغة (96 ميكرومترتم تضمين المخزن المؤقت L وقرص ورق الترشيح المطوي مقاس 7 مم) في كل مقايسة. يتم تعريف وحدة إنزيم واحدة (U) على أنها كمية الإنزيم التي تطلق 1 ميكرومترمنتج مول لكل دقيقة من معادلات الجلوكوز.

2.8. تقدير البروتين القابل للذوبان

تم ترسيب المواد الطافية للثقافة بمجلدين من 10 ٪ (وزن / حجم) حمض ثلاثي كلورو أسيتيك ، دوامة ، وحفظها طوال الليل عند 4 درجات مئوية ، وطردها عند 6000 دورة دقيقة -1 عند 4 درجات مئوية لمدة 25 دقيقة. تم إعادة تعليق الكريات في محلول ملحي للفوسفات ، وتم تقدير تركيز البروتين بواسطة Lowry et al. [20] الإجراء.

2.9 إحصائيات

تم تحليل البيانات بواسطة Statgraphics Centurion XVI (Statpoint Technologies ، Inc. ، Warrenton ، VA ، الولايات المتحدة الأمريكية). تم إجراء تحليل التباين (ANOVA) من خلال التصميم الإحصائي القاطع متعدد العوامل في معظم الحالات. يشار إلى التحليلات الإحصائية الأخرى في النص ، كما تمت معالجتها بنفس البرنامج.

3. النتائج

3.1. عزل الفطريات من عينات التربة

تم استخدام خمس عينات من التربة من Macuya ، وهي غابة مطيرة استوائية غير مضطربة (Pucallpa ، بيرو) ، لعزل الفطريات السليلوز القلوية المنتجة باستخدام وسيط فحص يحتوي على CMC و xylose كمصادر للكربون وكمحفزات السليلاز. تظهر جميع عينات التربة قيمًا متشابهة للتكاثر الفطري القادر على استخدام مصادر الكربون (4.5-7 × 10 4 UFC جم -1 جدول التربة الجافة 1). بناءً على الاختلافات في مورفولوجيا المستعمرة ، تم عزل 50 مستعمرة وتنقيتها وإخضاعها للفحص الثانوي للكشف عن نشاط السليلاز بقيم مختلفة من الأس الهيدروجيني. ربما بسبب تصميم العزلة المتوسطة ووقت الحضانة القصير ، غلبة الأجناس فطر الرشاشيات و بنسيليوم من بين 50 عزلة فطرية وجدت.

3.2 فحص نشاط السليولاز

تم اختبار النشاط الخلوي للعزلات الفطرية الخمسين جزئياً باستخدام مقايسة مقاصة الصفيحة مع CMC كركيزة بقيم أس هيدروجيني مختلفة (انظر القسم 2). أظهرت العديد من العزلات الفطرية نشاط تحلل النسيج الخلوي حتى عند الرقم الهيدروجيني 9.4. ومع ذلك ، تم اختيار العزلات التي أعطت مناطق واضحة بأقطار تزيد عن 1 مم عند جميع قيم الأس الهيدروجيني القلوية لمزيد من التحليل. لذلك ، اجتازت 11 سلالة تنتمي إلى Aspergilli و Penicilli الشاشة وتم اختيارها لإنتاج السليلاز في الثقافة السائلة (الجدول 2). سلالات فطر الرشاشيات ص. LM-HP32 ، فطر الرشاشيات ص. LM-HP34 ، بنسيليوم ص. LM-HP37 و بنسيليوم ص. أعطى LM-HP14 أعلى مناطق المقاصة في جميع قيم الأس الهيدروجيني.


أهداف الأداء للمختبر 3

بعد الانتهاء من هذا المعمل ، سيتمكن الطالب من إكمال الأهداف التالية:

1. بالنظر إلى مزيج من بكتيريا موجبة الجرام وبكتيريا سالبة الجرام وألواح من كولومبيا CNA و MacConkey و Trypticase Soy agar ، صف الخطوات التي ستتخذها للحصول في النهاية على مزارع نقية لكل كائن حي.

2. حدد: الوسيط الانتقائي ، الوسيط التفاضلي ، وسط الإثراء ، ووسط التفاضل الانتقائي المركب.

3. اذكر فائدة أجار كولومبيا CNA وأجار MacConkey.

4. صف كيف سيظهر كل مما يلي عند نموه على أجار MacConkey:

1. باستخدام طريقة عزل الألواح الخطية ، احصل على مستعمرات معزولة من خليط من الكائنات الحية الدقيقة.

2. انتزاع مستعمرات معزولة من الكائنات الحية الدقيقة التي تنمو على لوحة خطية ونقلها بطريقة معقمة إلى وسط معقم للحصول على مزارع نقية.

1. عند إعطاء صفيحة من أجار كولومبيا CNA أو أجار MacConkey تظهر مستعمرات منفصلة ، فسر النتائج بشكل صحيح.


نحن نقدر الدعم التجريبي لهيروكو كاتو وتاكاميتسو سوما في جامعة تسوكوبا. هذا العمل مدعوم من قبل الجمعية اليابانية لتعزيز العلوم (JSPS) KAKENHI منح 18K05545 و 18 K15143 ، منحة من معهد التخمير ، أوساكا (IFO) ، معهد نودا لمنحة البحث العلمي والوكالة اليابانية للعلوم والتكنولوجيا (JST) رقم منحة ERATO JPMJER1502.

مساهمات المؤلفين

Abeysinghe: التحليل الرسمي والتحقق من الصحة والتحقيق والتصور.

M Kuchira: التحليل الرسمي والتحقق من الصحة والتحقيق والتخيل.

G Kudo: التحليل الرسمي والتحقق من الصحة والتحقيق والتصور.

S Masuo: التحليل الرسمي والتحقق من الصحة والتحقيق والمنهجية.

نينومييا: التحقيق والمنهجية.

K Takahashi: تحليل برمجي وشكلي.

AS Utada: معالجة البيانات والبرمجيات والتحليل الرسمي.

D Hagiwara: معالجة البيانات والتحليل الرسمي.

نومورا: التصور ، الموارد ، اكتساب التمويل ، وإدارة المشروع.

ن تاكايا: التصور ، الموارد ، إدارة المشروع ، والكتابة - مراجعة وتحرير.

N Obana: التصور ، والموارد ، وتنظيم البيانات ، والتحليل الرسمي ، والحصول على التمويل ، والتحقق من الصحة ، والتحقيق ، والتصور ، والمنهجية ، وإدارة المشروع ، والكتابة - المسودة الأصلية ، والمراجعة ، والتحرير.

N Takeshita: التصور ، الموارد ، تنظيم البيانات ، التحليل الرسمي ، الإشراف ، اكتساب التمويل ، التحقق من الصحة ، التحقيق ، التصور ، المنهجية ، إدارة المشروع ، والكتابة - المسودة الأصلية ، المراجعة ، والتحرير.


ما هو هذا السائل الأحمر الذي تنتجه مستعمرة فطرية؟ - مادة الاحياء

من إنتاج جيم ديكون
معهد الخلية والبيولوجيا الجزيئية ، جامعة إدنبرة


تم وصف الأشنات على أنها & quot؛ كائنات ثنائية & quot ؛ لأنها روابط تكافلية بين نوعين مختلفين تمامًا من الكائنات الحية الدقيقة (أو أكثر في بعض الأحيان) -

  • فطر (يطلق عليه ميكوبيونت)
  • الطحالب الخضراء أو البكتيريا الزرقاء (تسمى فوتوبيونت).

هناك العديد من الأمثلة على التعايش في الطبيعة ، لكن الأشنات فريدة من نوعها لأنها تبدو وتتصرف بشكل مختلف تمامًا عن الكائنات الحية المكونة لها. لذلك ، تعتبر الأشنات كائنات حية في حد ذاتها ويتم إعطاؤها أسماء عامة وأسماء أنواع. ومع ذلك ، لأغراض التصنيف ، فإن الأسماء هي في الواقع أسماء فطرية: تعتبر الأشنات مجموعة خاصة من الفطريات - الفطريات المحززة.

هناك ما يقدر بنحو 13500 إلى 17000 نوع من الأشنات ، تمتد من المناطق المدارية إلى المناطق القطبية. ينمو بعضها على لحاء الأشجار المعتدلة أو على شكل نباتات نباتية على أوراق الأشجار في الغابات الاستوائية المطيرة. يحتل البعض الآخر بعضًا من أكثر البيئات غير المضيافة على وجه الأرض ، حيث ينمو على تدفقات الحمم البركانية المبردة والأسطح الصخرية العارية ، حيث يساعدون في عملية تكوين التربة ، وعلى رمال الصحراء حيث يساعدون في تثبيت السطح وإثرائه بالمغذيات (انظر البكتيريا الزرقاء ). Some other types of lichen grow abundantly on tundra soils, providing a vital winter food source for animals (including reindeer and caribou) in arctic and sub-arctic regions.Yet other lichens grow on or in the perennial leaves of some economically important tropical crop plants such as coffee, cacao and rubber, where they are regarded as parasites.

All these features make lichens interesting and significant in environmental terms. But lichens also pose challenging scientific problems - how do two or more microorganisms interact at the cellular, genetical and biochemical levels to produce a unique, hybrid organism?

The "body" of a lichen is termed the ثالوس, and its general shape enables us to group lichens into four broad categories.

  • Foliose lichens have a flat, leaf-like structure (Figures A-B below).
  • Fruticose lichens have an erect or pendulous, bushy structure (Figure C, below).
  • Squamulose lichens have a thallus consisting of minute, scale-like squamules (Figures D-E below)
  • Crustose lichens produce a flat crust on or beneath rock or tree surfaces (Figures F-G, below).

Foliose lichens. (أ) Parmelia physodes, growing on the twigs of a shrub. The lobes, about 1 cm diameter, are silvery-grey above, black below. (ب) Peltigera polydactyla, growing on soil. The lobes are semi-erect, 1-2 cm diameter, and have brown fungal fruiting bodies (ascocarps) at their tips (see later). In this case the lichen thallus is grey because it has dried, but it rapidly becomes bluish-green when rewetted.

Fruticose and squamulose lichens. (ج) Usnea comosa, growing on a wooden post. This lichen has a branched, filamentous thallus which hangs down from the point of attachment. (د) Cladonia pyxidata, growing on peaty soil. This lichen has a scale-like squamulose structure (arrowhead) but also produces erect stalked cups termed podetia. (هـ) Cladonia coccifera, similar to C. pyxidata but the rims of the podetia bear many conspicuous red ascocarps.

Crustose lichens. (F) A patchwork of lichens on a rock surface, including several colonies of the green-coloured Rhizocarpon geographicum and the white Lecidia محيط. (ز) Lecanora muralis (المعروف أيضًا باسم Squamaria muralis) growing on a wall. The thallus has a pale green colour with small lobes at the margin but the centre is crustaceous. Also present are many pale brown ascocarps.

A few lichen fungi (approximately 20) are members of the fungal group Basidiomycota, but the vast majority are members of the أسكوميكوتا (ascus-forming fungi) and they often produce conspicuous fungal fruiting bodies (ascocarps) - usually disk-shaped structures termed apothecia (e.g. Figures E, G). Almost half of the recorded fungi in the world are ascomycota, and nearly half of these are found only in lichens. Although their spores are dispersed from the fruiting bodies, these fungi do not seem to have an independent role in nature because they are extremely slow-growing and generally lack the enzyme systems for degrading complex polymers.

In contrast to the many thousands of lichen fungi, there are only about 100 photosynthetic partners. The most common are single-celled green algae of the genus Trebouxia (Figure H), which are found in many lichens of temperate and arctic/alpine regions, including all species of the common lichen genus Cladonia (see Figures D, E). Trebouxia species seldom grow as free-living cells in nature instead they seem to be specialised lichen symbionts. Another common photobiont is the filamentous green algal genus Trentepohlia, especially in Mediterranean and tropical regions. This and other algal genera of the tropical lichens can be found growing independently in nature. About 10% of lichens have cyanobacteria (e.g. نوستوك) as the main or only photosynthetic partner. For example, this is true of many Peltigera species (Figure B). However, some lichens that contain green algae can also have cyanobacteria in special wart-like structures on the lichen surface. These structures are termed cephalodia. They are found in about 3-4% of lichen species and their role is probably to exploit the nitrogen-fixing ability of cyanobacteria.

The fact that lichens can be formed by more than one type of fungus and more than one type of photosynthetic partner shows us that the lichen symbiosis must have evolved independently on several occasions.

Lichens vary in their degree of structural organisation. At one extreme are some simple, almost casual associations between fungal hyphae and photosynthetic cells, in which there is little structural modification. These simple associations may be quite common but are inconspicuous. The more conspicuous lichens have a well-defined structure, often with distinct zonation of the partners, as shown in Figures I-K, below. Usually, the photosynthetic cells are found in a defined band where they are closely associated with fungal hyphae, for nutrient exchange. Above this band is a القشرة consisting of tightly packed fungal cells with a gelatinous matrix between them. Within and below the photosynthetic zone is a النخاع of loosely packed hyphae. Often there is a thinner, lower cortex, and several types of lichen attach themselves to a surface by root-like structures termed rhizinae or rhizines (see Fig. K ).

Figure I. Structure of the lichen Peltigera polydactyla. In cross section (left) the lichen thallus is seen to consist of an upper القشرة (c) of tightly packed fungal cells resembling a tissue. This is seen at higher magnification in the centre image. Beneath the cortex is a النخاع (m) of more typical fungal hyphae (seen at higher magnification in the right-hand image). The photosynthetic cells (a cyanobacterium in this case) are seen as a green-coloured band beneath the cortex. The lichen also has a lower cortex, beneath the medulla, but it is not seen in this section.

Note the air pockets in the upper part of the medulla, close to the photosynthetic zone (grey-black regions in the left-hand image). They indicate that the fungal hyphae in this region are hydrophobic. Note also the extremely thick walls of hyphae in the medulla (the right-hand image). These thick-walled, hydrophobic hyphae contribute to drought-tolerance.

Figures J, K. Structure of the common foliose lichen Xanthoria parietina, which grows on many types of surface, including concrete, roofs of buildings, and rocks subjected to sea spray. The lichen thallus (ي) has foliose lobes at the margin (see top of Figure J) but much of the surface is covered with bright orange apothecia about 3-5 mm diameter (arrowheads). The orange colour of this lichen is due to production of the pigment parietin at the lichen surface.

(ك) Cross section of one of the marginal lobes, viewed by phase-contrast microscopy. The photosynthetic zone (ص) is seen as a distinct band of green algal cells. Above this band is the cortex (ج) consisting of densely packed fungal cells . The surface of the cortex is pigmented because the cell walls are impregnated with parietin. The lower part of the thallus consists of a medulla (م) with conspicuous air pockets (أ), and a thin lower cortex (lc). Like many foliose lichens, Xanthoria produces rhizinae (ص) that penetrate into crevices and help to anchor the lichen to a surface. The pigmentation near the tip of the rhizina is due to production of a purple-red pigment by the hyphal cells in this region.

The mycobiont has two principal roles in the lichen symbiosis:

    to protect the photobiont from exposure to intense sunlight and desiccation

to absorb mineral nutrients from the underlying surface or from minute traces of atmospheric contaminants.

The photobiont also has two roles:

    to synthesise organic nutrients from carbon dioxide

in the case of cyanobacteria, to produce ammonium (and then organic nitrogen compounds) from N2 gas, by تثبيت النيتروجين. In some ecosystems such as desert soils, tundra heaths, and Douglas-fir forests of the Pacific Northwest of the USA, lichens can provide the major input of nitrogen which supports other forms of life (see Further reading ).

Thus, through the lichen partnership, the photobionts are protected and able to grow in conditions in which they could not grow alone they also benefit from the highly efficient uptake of mineral nutrients by the lichen fungi. The fungi, in turn, obtain sugars and in some cases organic nitrogen from the photosynthetic partner, enabling them to grow in environments deficient in organic nutrients.

Lichens are remarkable for their ability to withstand prolonged drying and to resume activity rapidly after rewetting. Most lichens that contain green algae can recover from drought by absorbing water from humid air and then begin to photosynthesise. However, the lichens that contain cyanobacteria can only resume photosynthesis after absorbing free (liquid) water.

The drought-tolerance of lichens is likely to be conferred by a water-repellent (hydrophobic) coating on the hyphal walls of the medulla. Small peptides that are rich in sulphur-containing amino acids have been found on the hyphal walls of many free-living fungi. They are termed hydrophobins and they probably also occur in lichen fungi. The presence of these compounds would ensure that the medulla around the photosynthetic cells does not become waterlogged, allowing the diffusion of gaseous carbon dioxide for photosynthesis. Of interest, the hydrophobic materials seem to be produced only by the fungus, because cells of Trebouxia, which have a naturally hyrophilic surface, become covered with a hydrophobic material when grown in the presence of a lichen fungus.

The rewetting of lichens is thought to start by water absorption in the gelatinous matrix of the cortex, after which water might move through the medulla in the wall space of the fungal hyphae or perhaps by capillarity in regions where the hyphae have a hydrophilic surface.

Most attention to nutrient exchange in lichens has centred on the mechanisms of carbon flow from the photosynthetic partner to the fungus, because radioactive labelling studies have shown that both green algae and cyanobacteria can release up to 90% of their photosynthate to the fungal partner.

In lichens with Trebouxia, and presumably also with other green algae, the fungal hyphae can produce short branches that penetrate through the algal wall to serve as nutrient-absorbing haustoria. This is similar to the behaviour of biotrophic plant pathogens (see Biotrophic Plant Pathogens ). In contrast, in lichens with cyanobacteria (e.g. Peltigera) there is no penetration of the photosynthetic cells. Instead, the fungal hyphae of the central region (usually hydrophobic) produce thin-walled protrusions that penetrate the hydrophilic gelatinous sheaths that surround the cyanobacterial cells.

The major soluble carbohydrates in lichens are sugar alcohols (polyols). In the fungal partner these compounds are present as مانيتول and, to a lesser degree, arabitol. In these respects lichen fungi are no different from other fungi, which characteristically have sugar alcohols as the main soluble carbohydrates. The green algae produce sugar alcohols as their main photosynthetic products - e.g. the sugar alcohol ribitol من إنتاج Trebouxia. However, the cyanobacteria seem to release glucose to the fungal partner. This seems to occur passively through a glucose carrier in the cell membrane, after enzymic degradation of an intracellular glucan (glucose polymer) in the cyanobacteria.

Of interest, the maximum rates of nutrient release from the photosynthetic partner occur in optimal moisture conditions, whereas the photosynthetic cells retain most of their carbohydrate in conditions of water stress. So, it has been suggested that cycles of wetting and drying may be advantageous in maintaining a lichen symbiosis, because both partners could gain sufficient carbohydrate at different stages of this cycle.

Figures L, M. The fungal sporing stage of Xanthoria parietina. (إل) Section through part of a thallus in the region of a disk-shaped apothecium. The apothecium consists of many club-shaped asci (one ascus is marked by an arrowhead) with sterile "packing" hyphae (paraphyses) between the asci. The tips of the paraphyses are orange-pigmented (top of the section). (م) Part of the apothecium crushed to show the asci (one marked by an arrowhead), each containing 8 oval أسكوسبوريس, and the orange-tipped paraphyses.

Figures N-P. The fungal sporing stage of Peltigera polydactyla. ( ن ) Apothecia are seen as brown, shield-like structures at the tips of the thallus (this Figure is a close-up of Figure B). ( ا ) Part of a crushed apothecium showing asci (one marked by arrowhead) and brown-tipped paraphyses. ( ص ) Ascospores released by crushing an apothecium. In this lichen the ascospores are needle-shaped, unlike the oval ascospores of Xanthoria.

Most lichens are dispersed by vegetative propagation. The dry lichen thallus is brittle, so fragments can be broken off easily and transported by wind or by animals. In addition, several lichens produce stalk-like or pillar-shaped structures termed isidia, which are easily broken off and dispersed. All these fragments can resume growth in a new environment after they are rewetted.

A further means of propagation is by the production of specialised dispersal units termed soredia (Figures Q, R). These consist of a few photosynthetic cells enveloped in fungal hyphae, and they are formed as a powdery mass near the centre of a lichen thallus or (e.g. Parmelia physodes, Figure A) at the tips of some of the thallus lobes. Soredia are readily dispersed by wind.

In addition to these dispersal methods, many lichens produce apothecia or other fungal fruiting structures, to disperse the spores of the fungal partner (Figures إل-ص). The spores in these cases (أسكوسبوريس) are formed in asci as the result of sexual reproduction (see The Fungal Web ), although a few lichen fungi produce asexual dispersal spores. When these spores germinate they must contact the cells of a photosynthetic partner to establish a new lichen thallus. This process of "reassembly" of a lichen can be demonstrated in experimental conditions, and evidence suggests that it also occurs in nature. But its frequency in natural conditions may vary substantially between different types of lichen. For example, the separate dispersal of fungal and algal (Trebouxia) spores might be the major means of dispersal for the common lichen Xanthoria parietina (see Figure J) and for Buellia species because these lichens do not seem to have soredia. In these cases there is immunological evidence to suggest that lichens are synthesised in nature from free-living Trebouxia and fungal spores on rock surfaces (Mukhtar وآخرون., 1994).

Figure Q. Physcia grisea, a common lichen that grows on walls, trees and fence posts in city environments. The colony margins consist of narrow lobes (about 2-3 mm) but the centre of each thallus has a darker, greener appearance and is more granular, because it is covered with soredia.

Figure R. Seven soredia seen at high magnification. Each is about 0.1 mm diameter and consists of a cluster of algal cells in a meshwork of hyphae.

Lichens are amongst the slowest-growing organisms, but their tolerance of environmental extremes enables them to colonise habitats where few other macroscopic organisms can grow. They grow where neither the fungal partner nor the photosynthetic partner could survive alone, because they benefit from their unique symbiotic association.

However, most lichens are highly intolerant of atmospheric pollution, particularly sulphur dioxide, so they are found mainly in rural environments rather than cities. Only a few species, such as Physcia grisea و Xanthoria parietina, are found commonly in towns, and even they grow poorly in towns compared with in non-polluted environments. Part of the reason for this intolerance is the extreme efficiency of lichen fungi in accumulating nutrients from trace levels in the atmosphere. An extreme demonstration of this is the ability of lichens to accumulate radioactive isotopes from the environment. Following the Chernobyl disaster, the lichens (mainly Cladonia rangiferina, the "reindeer moss") of northern Scandinavia accumulated so much radioactivity that reindeer feeding on them were considered dangerous for human consumption.

(1) Books, journals and major reference sources

Hale ME (1983) The Biology of Lichens. Edward Arnold, London [The best general book on lichen biology]

Nash TH (1996) Lichen Biology. مطبعة جامعة كامبريدج ، كامبريدج. [An update of Hale's book, with chapters by different authors, but highly detailed - not recommended for beginners]

The main journal for all aspects of lichens is The Lichenologist, published by Academic Press.

Many detailed aspects of lichen biology can be found in the three volumes of CRC Handbook of Lichenology (ed. M. Galun), 1988. CRC Press, Boca Raton, Fl, USA.

Access many lichen sites through the home page of the International Association of Lichenologists ( not on this server )

أنظر أيضا: Lichen photos ( not on this server )

And a "lighter" but useful site: Fun with Lichens ( not on this server )

(3) Selected references for specific topics:

Synthesis of lichens in laboratory conditions, and in nature:

Stocker-W rg tter E & Turk R (1991) Artificial resynthesis of thalli of the cyanobacterial lichen Peltigera praetextata under laboratory conditions. Lichenologist 23, 127-138.

Mukhtar A, Garty J & Galun M (1994) Does the lichen alga Trebouxia occur free-living in nature: further immunological evidence. تكافل 17, 247-253.

Movement of radionuclides from lichens through the animal food chain:

Thomas PA, Sheard JW & Swanson S (1994). Health Physics 66, 666-677.

Contribution of lichens to nitrogen-enrichment of various ecosystems:

Pike LH (1978) عالم الأحياء 81, 247-257.
Crittenden PD & Kershaw KL (1978) عالم الأحياء 81, 258-267.
Eldridge DJ & Greene RSB (1994) Australian Journal of Soil Research 32, 389-415.
Nadkarni NM (1994) عالم الحيوان الأمريكي 34, 70-78.

Smith DC & Douglas AE (1987) The Biology of Symbiosis. Edward Arnold, London.

Richardson DHS (1993). The physiology of drying and rewetting in lichens. pp. 275-296 in Stress Tolerance of Fungi (Ed. DH Jennings) Academic Press, London.

Lichen interactions and community development:

Lawrey JD (1991) Biotic interactions in lichen community development a review. Lichenologist 23, 205-214.


نتائج

Isolation and chemical characterization of SRF secondary metabolites

The filtered culture broth of SRF (3 l) was extracted with EtOAc to afford 95 mg of crude extract that was separated by flash chromatography. Six fractions were collected, and among these, fraction 2 (10·5 mg), fraction 3 (9·3 mg) and fraction 4 (6·6 mg) contained the bulk of material recovered. Methanolic extracts of the mycelium and the other collected fractions showed no biological activity and were mainly constituted by fatty acids (GC-MS data not shown).

One of the less polar fractions (fraction 2) gave 10·5 mg of a metabolite that was identified as veratryl alcohol (VA –Fig. 1a). The structure of VA was deduced from 1 H NMR and 13 C NMR/ Distortionless Enhancement by Polarization Transfer (DEPT) spectral data. The MS analysis indicated a molecular ion [M] + at م / ض 168, corresponding to the molecular formula C9ح12ا3. The isolated compound showed the same spectroscopic properties to those reported for VA ( Lundquist and Kirk 1978 ): 1 H NMR 400 MHz, CDCl3: 3·88 (3 H, s, OCH3), 3·89 (3 H, s, OCH3), 4·62 (2 H, s, CH2), 6·84 (1 H, d, ي = 8 Hz أورثو coupling), 6·90 (1 H, dd, ي = 1·6 Hz, ميتا coupling, and 8 Hz, أورثو coupling), 6·93 (1 H, d, ي = 1·6 Hz, ميتا coupling).

Chemical structures of secondary metabolites isolated from the sterile red fungus. (a) veratryl alcohol (VA) (b) 4-hydroxymethyl-quinoline.

Fractions 3 and 4 were further purified by preparative TLC to afford 4-hydroxymethyl-quinoline (1·5 mg) (OQ –Fig. 1b). The mass spectrum from GC-MS analysis showed a [M] + peak at م / ض 157 and a high level of similarity with that of 4-quinolinecarbaldehyde. These data were not in agreement with those obtained by NMR analysis, particularly for the presence of a singlet of two protons at δ 5·18 and a –CH2– (DEPT) at δ 61·55 that can be assigned to a hydroxymethyl group. A one-proton doublet at δ 7·55 (ي = 4·5 Hz) showed coupling to another at δ 8·91, indicative of a 4-hydroxymethylquinoline. To resolve this incongruence, a sample of the metabolite was treated with the silylating agent BSTFA. The mass spectrum of the trimethylsilyl derivative indicated that the original compound had the molecular formula C10ح9لا. The peak at م / ض 157 arose from the corresponding 4-quinolinecarbaldehyde, an artefact of the GC-MS analysis.

Antifungal and plant growth promotion activity of SRF secondary metabolites

The evaluation of antifungal activity of VA revealed weak inhibition against R. solani (about 10% at 1 μg: Fig. 2), while up to 45 and 35% inhibitions were registered using 1 μg of the metabolite against P. irregulare و S. sclerotiorum، على التوالى. However, the increase in the metabolite concentration did not affect significantly the levels of inhibition (Fig. 2).

Antibiotic activity of veratryl alcohol against (◆) Sclerotinia sclerotiorum, () Pythium irregulare and (▪) ريزوكتونيا سولاني. Concentrations ranging from 0·1 to 100 μg per plug. Bars indicate standard deviation.

OQ inhibited the growth of P. irregulare (50%), س. sclerotiorum (35%) and R. solani (20%) at 100 μg (Fig. 3). Lower concentrations significantly reduce OQ activity against all the tested pathogens (Fig. 3).

Antibiotic activity of hydroxymethyl-quinoline against (◆) Sclerotinia sclerotiorum, () Pythium irregulare and (▪) ريزوكتونيا سولاني. Concentrations ranging from 0·1 to 100 μg per plug. Bars indicate standard deviation.

The effects of VA and OQ on plant growth promotion were evaluated by measuring the length of the canola seedlings whose seeds were previously coated with different amounts of the SRF metabolites. The growth of canola seedlings was affected by treatments with VA and OQ. The length of canola seedlings increased when seeds were treated with 0·01 ng of VA (Table 1) or with 0·1–1 μg of OQ (Table 2). On the other hand, VA and OQ did not significantly promote root growth in comparison to control (Tables 1 and 2). Interestingly, a reduction in root length by about 30% was observed when seeds were coated with 1 μg VA (Table 1).

Stem length (cm) SD Root length (cm) SD
مراقبة 1·171a 0·045 6·425a 1·639
1 μg 1·114a 0·136 4·600b 0·545
0·1 μg 1·200a 0·187 6·100a 0·954
0·01 μg 1·100a 0·087 6·689a 1·679
1 ng 1·267a 0·141 7·975a 1·444
0·1 ng 1·240a 0·136 7·629a 1·163
0·01 ng 1·675b 0·259 7·500a 2·080
  • Values are means of ten replicates. Values with the same letter do not differ significantly (ص < 0·05).
  • SD, ± standard deviation.
Stem length (cm) SD Root length (cm) SD
مراقبة 1·200a 0·156 6·425a 1·639
1 μg 1·620b 0·160 7·657a 2·265
0·1 μg 1·738b 0·264 6·500a 1·133
0·01 μg 1·289a 0·137 6·575a 0·807
1 ng 1·210a 0·170 6·600a 1·439
0·1 ng 1·257a 0·238 7·486a 1·333
0·01 ng 1·250a 0·087 7·800a 0·998
  • Values are means of ten replicates. Values with the same letter do not differ significantly (ص < 0·05).
  • SD, ± standard deviation.

Automation When Working with Bacterial Colonies

Like many laboratory research aspects, the growing and picking of bacterial colonies can be automated with robotics and automation software.

In fact, labs can use automation throughout the workflow, from preparing the bacterial samples for plating to isolating the molecules or proteins of choice from the picked colonies.

A colony picking robot can accurately select the required bacterial colony by using advanced imaging hardware and algorithms. It can determine how many cells are in a colony, on the average from colony size, automatically identify the desired colonies according to customizable parameters such as radius, color, or separation and pick the colonies that fit the preset parameters. It can also automatically record and store information on the selected colonies ensuring you have complete documentation.

Working with bacterial colonies is an essential part of any biological lab as they are often the main component used in research and within the production of proteins and enzymes. Therefore, accurately identifying colony morphology and picking the right colony can significantly improve your lab results.


شاهد الفيديو: مناقشة اساسنز كريد اورجنز و مقارنتها بالواقعالقصة و الشخصيات التاريخية و العالم و اللآثار (شهر نوفمبر 2022).